Prosedure Analisis Kualitas Minyak, Protein, dan Karbohidrat

Nama : Firda Suci S.
NIM : 115100301111006
Tugas : PBAI
Analisis Kualitas Minyak
Kualitas minyak kelapa dapat ditentukan dengan beberapa metode yaitu:
1. Kadar Air (Sudarmadji et al., 1984)
Penentuan kadar air minyak dapat dilakukan dengan metode oven. Metode
oven : sampel ditimbang sebanyak ± 5 g dalam cawan porselin, dipanaskan dalam
oven pada temperatur 105 oC selama 3 jam kemudian didinginkan dalam
desikator lalu ditimbang. Penimbangan dilakukan sampai mencapai berat konstan.
Kadar Air (%) =A – B x100%
A
Dimana A = Berat minyak sebelum dipanaskan
B = Berat minyak setelah dipanaskan.
2. Bilangan Asam (Sudarmadji et al., 1984)
Minyak yang diperoleh setelah penambahan batang buah nanas ditimbang
sebanyak ± 5 g dalam labu Erlenmeyer dan ditambahkan 50 mL etanol 96 %
kemudian dipanaskan selama 10 menit dalam penangas air sambil diaduk
selanjutnya ditambahkan 3 tetes indikator phenolphtalein (pp) lalu dititrasi dengan
larutan KOH 0,05 N sampai warna merah jambu tercapai dan tidak hilang selama
30 detik. Hal yang sama dilakukan juga terhadap minyak kontrol.
Bilangan Asam = mL KOH x N KOH x 56,1
Berat sampel (g)
3. Bilangan Peroksida
Minyak yang diperoleh setelah penambahan batang buah nanas ditimbang
sebanyak ± 5 g dalam labu Erlenmeyer 250 mL bertutup dan ditambahkan 30 mL
larutan asam asetat – kloroform (3:2), lalu diaduk sampai semua bahan larut.
Selanjutnya, kemudian ditambahkan 0,5 mL larutan KI jenuh. Didiamkan 1 menit
kadang kala digoyang kemudian ditambahkan 30 mL aquades. Kemudian dititrasi
dengan larutan 0,01 N Na2S2O3 hingga warna kuning hampir hilang.
Ditambahkan 0,5 mL larutan pati 1 % dititrasi hingga larutan warna biru mulai
hilang. Angka peroksida dinyatakan dalam mili-equivalen dari peroksida dalam
setiap 1000 g sampel.
Bilangan Peroksida (%) = mL Na2S2O3 x N Na2S2O3 x 1000
Berat sampel (g)
4. Asam Lemak Bebas
Minyak kelapa ditimbang sebanyak ± 5 g dalam labu Erlenmeyer 250 mL.
Ke dalam sampel ditambahkan 50 mL etanol netral yang panas, dan 2 mL
indikator phenolphtalein. Sampel dititrasi dengan 0.05 N NaOH yang telah
distandarisasi sampai warna merah jambu dan tidak hilang selama 30 detik. Asam
lemak bebas dinyatakan sebagai % FFA.
% FFA = mL NaOH x N NaOH xMMasam laurat
Berat sampel x
Metode Analisis Karbohidrat Didalam Makanan
1. Uji Kualitatif
Pengujian ini dapat dilakukan dengan dua (2) macam cara, yaitu; pertama
menggunakan reaksi pembentukan warna dan yang kedua menggunakan prinsip
kromatografi (TLC/Thin Layer Cromatograpgy, GC/Gas Cromatography,
HPLC/High Performance Liquid Cromatography). Dikarenakan efisiensi
pengujian, pada umumnya untuk pengujian secara kualitatif hanya digunakan
prinsip yang pertama yaitu adanya pembentukan warna sebagai dasar penentuan
kandungan karbohidrat dalam suatu bahan. Sedikitnya ada tujuh (7) macam reaksi
pembentukan warna, yaitu :
a. Uji Molisch
Prinsip reaksi ini adalah dehidrasi senyawa karbohidrat oleh asam sulfat
pekat. Dehidrasi heksosa menghasilkan senyawa hidroksi metil furfural,
sedangkan dehidrasi pentosa menghasilkan senyawa fulfural. Uji positif jika
timbul cincin merah ungu yang merupakan kondensasi antara furfural atau
hidroksimetil furfural dengan a-naftol dalam pereaksi molish. Uji ini untuk
semua jenis karbohidrat. Mono-, di-, dan polisakarida akan memberikan
hasil positif. Cara kerja: sebanyak 5 ml larutan yang di uji (glukosa,
fruktosa, sukrosa, laktosa, maltosa, dan pati) dimasukkan ke dalam tabung
reaksi, lalu ditambahkan 2 tetes pereaksi molish (5% a-naphtol dalam 95%
etanol), dicampur rata, kemudian ditambahkan 3 ml asam sulfat pekat secara
perlahan-lahan melalui dinding tabung, warna violet (ungu) kemerahmerahan pada batas kedua cairan menunjukkan reaksi positif, sedangkan
warna hijau menunjukan reaksi negatif.
b. Uji Benedict
Uji benedict merupakan uji umum untuk karbohidrat (gula) pereduksi
(yang memiliki gugus aldehid atau keton bebas), seperti yang terdapat pada
glukosa dan maltosa. Uji benedict berdasarkan reduksi Cu2+ menjadi Cu+
oleh gugus aldehid atau keton bebas dalam suasana alkalis, biasanya
ditambahkan zat pengompleks seperti sitrat atau tatrat untuk mencegah
terjadinya pengendapan CuCO3. Uji positif ditandai dengan terbentuknya
endapan merah bata, kadang disertai dengan larutan yang berwarna hijau,
merah, atau orange. Cara kerja: sebanyak 5 ml reaksi Benedict dimasukkan
ke dalam tabung reaksi, kemudian ditambahkan 8 tetes larutan bahan yang
diuji dicampur rata dan dididihkan selama 5 menit, biarkan sampai dingin
kemudian diamati perubahan warnanya, jika terbentuk warna hijau, kuning
atau endapan merah bata berarti positif.
c. Uji Seliwanof
Uji seliwanoff bertujuan untuk mengetahui adanya ketosa (karbohidrat
yang mengandung gugus keton). Pada pereaksi seliwanoff, terjadi
perubahan oleh HCl panas menjadi asam levulinat dan hidroksilmetil
furfural. Jika dipanaskan karbohidrat yang mengandung gugus keton akan
menghasikan warna merah pada larutannya. Cara kerja: 5 ml peraksi dan
beberapa tetes bahan percobaan dimasukkan ke dalam sebuah tabung reaksi,
lalu dididihkan selama 30 detik, kemudian diamati warna yang terjadi.
d. Uji Iod
Pada uji iodine, kondensasi iodine dengan karbohidrat, selain
monosakarida dapat menghasilkan warna yang khas. Amilum dengan iodine
dapat membentuk kompleks biru, sedangkan dengan glikogen akan
membentuk warna merah. Oleh karena itu uji iod ini juga dapat
membedakan amilum dan glikogen. Cara kerja: pada papan uji diteteskan
bahan yang akan diuji, kemudian ditambahkan dengan satu tetes iodium
encer, dan dicampur merata.
2. Uji kuantitatif
Untuk penetapan kadar karbohidrat dapat dilakukan dengan metode fisika,
kimia, enzimatik, dan kromatografi (tidak dibahas).
a. Metode Fisika
Ada dua (2) macam, yaitu :
a. Berdasarkan indeks bias
Cara ini menggunakan alat yang dinamakan refraktometer, yaitu dengan
rumus
:
X = [(A+B)C - BD)]
4
dimana : X = % sukrosa atau gula yang diperoleh
A = berat larutan sampel (g)
b. Metode Kimia
Metode ini didasarkan pada sifat mereduksi gula, seperti glukosa,
galaktosa, dan fruktosa (kecuali sukrosa karena tidak memiliki gugus
aldehid). Fruktosa meskipun tidak memiliki gugus aldehid, namun
memiliki gugus alfa hidroksi keton, sehingga tetap dapat bereaksi.
Dalam metode kimia ini ada dua (2) macam cara yaitu :
a. Titrasi
Untuk cara yang pertama ini dapat melihat metode yang telah
distandarisasi oleh BSN yaitu pada SNI cara uji makanan dan
minuman nomor SNI 01-2892-1992.
b. Spektrofotometri
Adapun untuk cara yang kedua ini menggunakan prinsip reaksi
reduksi CuSO4 oleh gugus karbonil pada gula reduksi yang setelah
dipanaskan terbentuk endapan kupru oksida (Cu2O) kemudian
ditambahkan Na-sitrat dan Na-tatrat serta asam fosfomolibdat
sehingga terbentuk suatu komplek senyawa berwarna biru yang dapat
diukur dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 630 nm.
c. Metode Enzimatik
Untuk metode enzimatis ini, sangat tepat digunakan untuk
penentuan kagar suatu gula secara individual, disebabkan kerja enzim
yang sangat spesifik. Contoh enzim yang dapat digunakan ialah
glukosa oksidase dan heksokinase Keduanya digunakan untuk
mengukur kadar glukosa.
a. Glukosa oksidase
Asam glukonat dan H2O2D- Glukosa + O2 oleh glukosa oksidase
540 nm) 2H2O + O-disianidin teroksdasi yang berwarna cokelat
(dapat diukur pada H2O2 + O-disianidin oleh enzim peroksidase
b. Heksokinase
Glukosa-6-Phospat +ADPD-Glukosa + ATP oleh heksokinase
Glukosa-6-Phospat + NADP+ oleh glukosa-6-phospat dehidrogenase
Glukonat-6-Phospat + NADPH + H+ Adanya NADPH yang dapat
berpendar
334 nm dimana jumlah NADPH(memiliki gugus
kromofor) dapat diukur pada yang terbentuk setara dengan jumlah
glukosa.
Penentuan Kadar Protein Total
1. Metode Kjeldahl
Metode Kjeldahl dikembangkan pada taun 1883 oleh pembuat bir bernama
Johann Kjeldahl. Makanan didigesti dengan asam kuat sehingga melepaskan
nitrogen yang dapat ditentukan kadarnya dengan teknik titrasi yang sesuai. Jumlah
protein yang ada kemudian dihitung dari kadar nitrogen dalam sampel. Prinsip
dasar yang sama masih digunakan hingga sekarang, walaupun dengan modifikasi
untuk mempercepat proses dan mencapai pengukuran yang lebih akurat. Metode
ini masih merupakan metode standart untuk penentuan kadar protein. Karena
metode Kjeldahl tidak menghitung kadar protein secara langsung, diperlukan
faktor konversi (F) untuk menghitung kadar protein total dan kadar nitrogen.
Faktor konversi 6,25 (setara dengan 0,16 g nitrogen per gram protein)
digunakan untuk banyak jenis makanan, namun angka ini hanya nilai rata-rata,
tiap protein mempunyai faktor konversi yang berbeda tergantung komposisi asam
aminonya. Metode Kjeldahl terdiri dari tiga langkah : digesti, netralisasi dan
titrasi.
Prinsip
a. Digestion
Sampel makanan yang akan dianalisis ditimbang dalam labu digesti dan
didigesti dengan pemanasan dengan penambahan asam sulfat (sebagai oksidator
yang dapat mendigesti makanan), natrium sulfat anhidrat (untuk mempercepat
tercapainya titik didih) dan katalis seperti tembaga (Cu), selenium, titanium, atau
merkurium (untuk mempercepat reaksi). Digesti mengubah nitrogen dalam
makanan (selain yang dalam bentuk nitrat atau nitrit) menjadi amonia, sedangkan
unsur oganik lain menjadi CO2 dan H2O. Gas amonia tidak dilepaskan ke dalam
larutan asam karena berada dalam bentuk ion amonium (NH4+) yang terikat
dengan ion sulfat (SO42-) sehingga yang berada dalam larutan adalah :
N(makanan) _ (NH4)2SO4 (1)
b. Netralisasi
Setelah proses digesti sempurna, labu digesti dihubungkan dengan labu
penerima
(recieving flask) melalui sebuah tabung. Larutan dalam labu digesti dibasakan
dengan penambahan NaOH, yang mengubah amonium sulfat menjadi gas amonia:
(NH4)2SO4 + 2 NaOH _ 2 NH3 + 2 H2O + Na2SO4 (2)
Gas amonia yang terbentuk dilepaskan dari larutan dan berpindah keluar
dari labu digesti masuk ke labu penerima, yang berisi asam borat berlebih.
Rendahnya pH larutan di labu penerima mengubah gas amonia menjadi ion
amonium serta mengubah asam borat menjadi ion borat:
NH3 + H3BO3 _ NH4 + + H2BO3 - (3)
c. Titrasi
Kandungan nitrogen diestimasi dengan titrasi ion amonium borat yang
terbentuk dengan asam sulfat atau asam hidroklorida standar, menggunakan
indikator yang sesuai untuk menentukan titik akhir titrasi.
H2BO3- + H+ _ H3BO3 (4)
Kadar ion hidrogen (dalam mol) yang dibutuhkan untuk mencapai titik akhir
titrasi setara dengan kadar nitrogen dalam sampel makanan (persamaan 3).
Persamaan berikut dapat digunakan untuk menentukan kadar nitrogen dalam mg
sampel menggunakan larutan HCl xM untuk titrasi.
%N – x moles x (v5 – v6) cm3 x 14 g x 100
1000 cm3
mg
moles
Dimana vs dan vb adalah volume titrasi sampel dan blanko, 14g adalah
berat molekul untuk nitrogen N. Penetapan blanko biasanya dilakukan pada saat
yang sama dengan sampel untuk memperhitungkan nitrogen residual yang dapat
mempengaruhi hasil analisis. Setelah kadar nitrogen ditentukan, dikonversi
menjadi kadar proteind dengan faktor konversi yang sesuai :
% Protein = F x %N.
2. Metode Dumas Termodifikasi
Akhir-akhir ini, teknik instrumen otomastis telah berkembang dengan
kemampuan penentuan kadar protein dalam sampel dengan cepat. Teknik ini
berdasarkan metode yang dikembangkan oleh Dumas lebih dari 1,5 abad yang
lalu, dan mulai berkompetisi dengan metode Kjeldahl sebagai metode standart
penentuan kadar protein karena lebih cepat.
Prinsip Umum
Sampel dengan massa tertentu dipanaskan dalam tangas pada suhu tinggi
(sekitar 900 oC) dengan adanya oksigen. Cara ini akan melepaskan CO2, H2O
dan N2. Gas CO2 dan H2O dipisahkan dengan melewatkan gas pada kolom
khusus untuk menyerapnya. Kandungan nitrogen kemudian dihitung dengan
melewatkan sisa gas melalui kolom dengan detektor konduktivitas termal pada
ujungnya. Kolom ini akan membantu memisahkan nitrogen dari sisa CO2 dan
H2O. Alat dikalibrasi dengan senyawa analis yang murni dan telah diketahui
jumlah nitrogennya, seperti EDTA (= 9,59 %N). Dengan demikian sinyal dari
detektor dapat dikonversi menjadi kadar nitrogen. Dengan metode Kjeldahl
diperlukan konversi nitrogen dalam sampel menjadi kadar protein, tergantung
susunan asam amino protein.
3. Metode Spektroskopi UV-visible
Sejumlah metode telah ditemukan untuk pengukuran kadar protein
berdasarkan spektroskopi UV-visible. Metode ini berdasarkan kemampuan protein
menyerap (atau membaurkan) cahaya di daerah UV-visible. Atau secara kimiawi
atau fisik memodifikasi protein untuk membuatnya menyerap (atau membaurkan)
cahaya di daerah UV-visible. Prinsip dasar dibalik masing-masing uji ini serupa.
Pertama-tama, semua serapan kurva kalibrasi (atau turbiditas) vs kadar protein
disiapkan menggunakan satu seri larutan protein yang sudah diketahui kadarnya.
Serapan (atau turbiditas) larutan yang dianalisis kemudan diukur pada panjang
gelombang yang sama, dan kadar protein ditentukan dari kurva kalibrasi.
Perbedaan utama pengujian ini adalah gugus fungsi yang berperan untuk absorbsi
atau pembiasan radiasi elektromagnetik, misalnya ikatan peptida, rantai samping
aromatis, gugus inti dan agregat protein.
Sejumlah metode UV-visibe untuk penetapan kadar protein sebagi berikut :
a. Pengukuran langsung pada 280nm.
Tryptophan dan tyrosine mengabsorbsi kuat cahaya uv pada 280 nm.
Kandungan tryptophan dan tyrosine berbagai protein umumnya konstan sehingga
serapan larutan protein pada 280 nm dapat digunakan untuk menentukan
kadarnya. Keuntungan metode ini karena sederhana untuk dilakukan, nondestruktif, dan tidak dibutuhkan reagen khusus.
b. Metode Biuret
Warna violet akan terbentuk bila ion cupri (Cu2+) berinteraksi dengan
ikatan peptida dalam suasana basa. Reagen biuret, yang mengandung semua
bahan kimia yang diperlukan untuk analisis sudah tersedia di pasaran. Reagen ini
dicampurkan dengan larutan protein, didiamkan 15-30 menit, kemudian diukur
serapannya pada 540 nm. Keuntungan utama dari teknik ini adalah tidak adanya
gangguan dari senyawa yang menyerap pada panjang gelombang yang lebih
rendah. Teknik ini kurang sensitif terhadap jenis protein karena absorpsi yang
terjadi melibatkan ikatan peptida yang ada di semua protein, bukan pada gugus
samping spesifik.
c. Metode Lowry
Metode Lowry mengkombinasikan pereaksi biuret dengan pereaksi lain
(Folin Ciocalteau phenol) yang bereaksi dengan residu tyrosine dan tryptophan
dalam protein. Reaksi ini menghasilkan warna kebiruan yang bisa dibaca di antara
500 - 750 nm, tergantung sensitivitas yang dibutuhkan. Akan muncul puncak kecil
di sekitar 500 nm yang dapat digunakan untuk menentukan protein dengan
konsentrasi tinggi dan sebuah puncak besar di sekitar 750 nm yang dapat
digunakan untuk menentukan kadar protein dengan konsentrasi rendah. Metode
ini lebih sensitif untuk protein dengan konsentrasi rendah dibanding metode
biuret.
d. Metode pengikatan pewarna
Pewarna dengan muatan negatif (anionik) ditambahkan dalam jumlah
berlebih pada larutan protein yang pH nya telah disesuaikan sehingga protein
menjadi bermuatan positif (misalnya dibuat di bawah titik isoelektrik). Protein
membentuk kompleks tak larut dengan pewarna karena interaksi elektrostatik
antar molekul, tapi masih tersisa pewarna tak terikat yang larut. Pewarna anionik
berikatan dengan gugus kationik dari residu asam amino basa (histidine, arganine
dan lysine) dan pada gugus asam amino bebas di ujung. Jumlah pewarna tak
terikat yang tersisa setelah kompleks protein-pewarna dipisahkan (misalnya
dengan sentrifugasi) ditentukan dengan pengukuran serapan. Jumlah protein yang
ada di larutan awal berhubungan dengan jumlah pewarna yang terikat :
[Pewarnaterikat] = [Pewarnaawal] - [Pewarnabebas]
e. Metode Turbimetri
Molekul protein yang umumnya laruta dapat dibuat mengendap dengan
penambahan senyawa kimia tertentu, seperti asam trikloroasetat. Pengendapan
protein menyebabkan larutan menjadi keruh, sehingga konsentrasi protein dapat
ditentukan dengan mengukur derajat kekeruhan (turbiditas).
DAFTAR PUSTAKA
Saifudin, STP., Umar. 2008. Analisis Karbohidrat. http://food4healthy.
wordpress.com/2008/10/11/analisis-karbohidrat/. (11 Oktober 2008).
Sudarmadji, S., Haryono, B., dan Suhardi. 1989. Analisa Bahan Makanan dan
Pertanian. Liberty, Yogyakarta.
Sudarmadji, S., Haryono, B., dan Suhardi. 1984. Prosedur Analisa untuk Bahan
Makanan dan Pertanian. Liberty, Yogyakarta.