universitas negeri semarang

UJI TOLERANSI TANAMAN TEMBAKAU (Nicotiana tabacum L.)
TERHADAP CEKAMAN KADMIUM (Cd), TIMBAL (Pb), DAN
TEMBAGA (Cu) PADA KULTUR CAIR
skripsi
disajikan sebagai salah satu syarat memperoleh gelar
Sarjana Sains Program Studi Biologi
oleh
Siti Rosidah
4411409022
JURUSAN BIOLOGI
FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM
UNIVERSITAS NEGERI SEMARANG
2014
i
PERNYATAAN KEASLIAN SKRIPSI
Saya menyatakan dengan sebenar-benarnya bahwa skripsi saya yang berjudul “Uji
Toleransi Tanaman Tembakau (Nicotiana tabacum L.)terhadap Cekaman
Kadmium (Cd), Timbal (Pb), dan Tembaga (Cu) pada Kultur Cair” disusun
berdasarkan hasil penelitian saya dengan arahan dosen pembimbing. Sumber
informasi atau kutipan yang berasal atau dikutip dari karya yang diterbitkan telah
disebutkan dalam teks dan dicantumkan dalam daftar pustaka di bagian akhir
skripsi ini. Skripsi ini belum pernah diajukan untuk memperoleh gelar dalam
program sejenis di perguruan tinggi manapun.
Semarang, Juli 2014
Siti Rosidah
4411409022
ii
LEMBAR PENGESAHAN
Skripsi dengan judul:
“Uji Toleransi Tanaman Tembakau (Nicotiana tabacum L.) terhadap Cekaman
Kadmium (Cd), Timbal (Pb), dan Tembaga (Cu) pada Kultur Cair”
nama : Siti Rosidah
NIM
: 4411409022
Telah dipertahankan di hadapan sidang Panitia Ujian Skripsi Fakultas Matematika
dan Ilmu Pengetahuan Alam Universitas Negeri Semarang pada tanggal 23 Juli
2014.
Panitia Ujian,
Ketua
Sekretaris
Prof. Dr. Wiyanto, M.Si
NIP. 196310121988031001
Andin Irsadi S.Pd, M.Si
NIP. 197403102000031001
Mengetahui,
Penguji Utama
Dra. Lina Herlina, M.Si
NIP. 19670207 199203 2 001
Anggota penguji I/
Pembimbing Utama
Anggota penguji II/
Pembimbing Pendamping
Dr. Yustinus Ulung A, M.Si
NIP. 19640427 199003 1 003
Drs. Krispinus K Pukan, M.Si
NIP. 19550731 198503 1 002
iii
ABSTRAK
Rosidah, S. 2014. Uji Toleransi Tanaman Tembakau (Nicotiana tabacum L.)
terhadap Cekaman Kadmium (Cd), Timbal (Pb) dan Tembaga (Cu) pada Kultur
Cair. Skripsi, Jurusan Biologi FMIPA Universitas Negeri Semarang. Dr. Yustinus U
Anggraito, M.Si dan Drs. Krispinus Kedati Pukan, M.Si.
Luasnya lahan bekas pertambangan dan polusi tanah yang tidak terkendali
menyebabkan cekaman logam berat seperti kadmium (Cd), timbal (Pb) dan
tembaga (Cu) terhadap tanaman.Beberapa penelitian transformasi genetik telah
dilakukan untuk menemukan tanaman tahan cekaman logam dengan
menggunakan tembakau (Nicotiana tabacum L.) sebagai tanaman model. Oleh
karena itu diperlukan data pembanding pada tanaman kontrol pada cekaman
logam berat kadmium (Cd), timbal (Pb) dan tembaga (Cu). Penelitian ini
bertujuan untuk mengetahui ada tidaknya pengaruh cekaman logam berat terhadap
tanaman tembakau dan bagaimana respon anatomis, morfologis antar perlakuan.
Penelitian ini merupakan penelitian eksperimental rancangan acak lengkap
dengan satu faktor; yaitu konsentrasi logam Cu (0 µM, 50 µM, 100 µM, 150 µM
& 200 µM), Cd (0 µM, 50 µM, 100 µM, 200 µM & 300 µM)dan Pb (0 µM, 5 µM,
20 µM, 50 µM & 100 µM). Sampel yang digunakan adalah tembakau berumur 34 minggu yang berasal dari eksplan biji. Uji toleransi cekaman logam secara
kuantitatif diukur berdasarkan tiga parameter yaitu pertambahan panjang akar,
pertambahan jumlah akar & akumulasi logam dalam akar, sedangkan secara
kualitatif berdasarkan anatomi akar,tekstur akar& warna daun. Data dianalisis
dengan ANAVA satu jalan dan uji lanjut Beda Nyata Terkecil (BNT).
Hasil penelitian menunjukkan bahwa cekaman logam Cu, Cd dan Pb
berpengaruh signifikan pertambahan terhadap panjang akar, namun cekaman Cu
dan Pb tidak berpengaruh signifikan terhadap jumlah akar. Hasil AAS
menunjukkan pada cekaman logam Cu akumulasi terbesar ditemukan pada
konsentrasi 200 µM, pada cekaman logam Cd ditemukan pada konsentrasi 200
µM dan pada cekaman Pb ditemukan pada konsentrasi 100 µM. Klorosis tidak
ditemukan pada cekaman Cu, akam tetapi positif pada cekaman Cd dan Pb.
Akumulasi logam ditemukan pada silinder pusat akar tembakau pada konsentrasi
yang tinggi dan tidak ditemukan di kontrol.
Berdasarkan hasil penelitian yang telah diperoleh, perlu dilakukan
penelitian lanjutan untuk mengetahui pengaruh cekaman logam Cu,Cd dan Pb
terhadap tanaman lainnya.
Kata kunci: kadmium (Cd), kultur cair, Nicotiana tabacum L., tembaga (Cu),
timbal (Pb), uji toleransi
iv
KATA PENGANTAR
Dengan mengucapkan puji syukur kehadirat Allah SWT yang telah
memberikan nikmat iman, nikmat Islam, serta rahmat, dan hidayah-NYA.
Shalawat dan salam senantiasa tercurah limpahkan kepada Rasulullah SAW yang
senantiasa memberikan inspirasinya sehingga penulis dapat menyelesaikan skripsi
yang berjudul “Uji Toleransi Tanaman Tembakau (Nicotiana tabacum L.)
terhadap Cekaman Kadmium (Cd), Timbal (Pb), dan Tembaga (Cu) pada Kultur
Cair”.
Penulis menyadari masih banyak kekurangan dalam menyusun skripsi
ini.Syukur alhamdulillah dengan segala upaya, bantuan dan dorongan dari
berbagai pihak, penulis dapat menyelesaikan skripsi ini dengan baik. Dalam
kesempatan ini penulis menyampaikan terima kasih kepada:
1. Rektor Universitas Negeri Semarang yang telah memberikan motivasi kepada
penulis dan mahasiswa lainnyasehingga dapat menyelesaikan studi.
2. Dekan FMIPA Universitas Negeri Semarang yang telah memberi izin penulis
sehingga dapat menyelesaikan penulisan skripsi ini.
3. Ketua Jurusan Biologi yang membantu jalan penulis dalam menyusun skripsi.
4. Dr. Yustinus U Anggraito, M.Si, dosen pembimbing I atas bimbingan,
pengarahan dan dorongannya selama ini.
5. Drs. Krispinus Kedati Pukan, M.Si dosen pembimbing II untuk dukungan, ilmu
dan perhatiannya.
6. Dra. Lina Herlina, M.Si, dosen penguji untuk waktu dan kesabaran yang sangat
berarti, tanpanya penulisan skripsi ini tidak menjadi lebih baik.
7. Mbak Tika, Mas Solikhin, dan segenap pengurus Laboratoium Biologi FMIPA
UNNES atas bantuannya.
8. Bapak Ibu dosen dan seluruh staf pengajar Jurusan Biologi, untuk ilmu yang
diberikan.
9. Mamak, Bapak, Mbak Umi, Mas Yono, Ifah dan Isa serta saudara-saudaraku
tercinta untuk kasih sayang, kesabaran, doa dan dukungannya.
v
10. Mbak Ambar dan Mbak Nida, terimakasih untuk kebaikan dan kesabarannya
membantu penulis selama penelitian dan olah data.
11. Para sahabatku, Putri, Maya dan Janah, teman-teman Biologi murni 2009 dan
kawan-kawan Botani (Betty, Ika, Umi semoga senantiasa sukses selalu), Botani
2010 (Dek Aisyah, Dek Durroh, Dek Elly dll), kos Lintang, dan saudarasaudaraku seperjuangan di kampus tercinta, terimakasih untuk semangat,
kebersamaan, peringatan, dan tegurannya.
12. Keluarga besar UKM English Debating Society (EDS) Unnes atas segala doa
dan dukungan.
13. Semua pihak yang turut membantu dalam penyelesaian skripsi ini yang tidak
bisa penulis sebutkan satu persatu.
Penulis menyadari akan adanya kekurangan dalam penulisan skripsi ini, maka
segala kritik maupun saran yang bersifat membangun akan penulis terima dengan
senang hati.
Akhir kata penulis berharap semoga skripsi ini dapat berguna bagi semua pihak
yang membutuhkan.
Semarang, Juli 2014
Penulis
vi
DAFTAR ISI
Halaman
HALAMAN JUDUL...................................................................................
i
PERNYATAAN KEASLIAN SKRIPSI .....................................................
ii
PENGESAHAN .......................................................................................... iii
ABSTRAK ............................................................................................. iv
KATA PENGANTAR ................................................................................
v
DAFTAR ISI ............................................................................................. vii
DAFTAR TABEL ....................................................................................... ix
DAFTAR GAMBAR .................................................................................. xi
DAFTAR LAMPIRAN ............................................................................... xii
BAB I.
PENDAHULUAN
A. Latar Belakang ...................................................................
1
B. Rumusan Masalah ...............................................................
4
C. Penegasan Istilah .................................................................
4
D. Tujuan Penelitian ................................................................
5
E. Manfaat Penelitian ..............................................................
5
BAB II. TINJAUAN PUSTAKA DAN HIPOTESIS
A. Tinjauan Pustaka ................................................................
6
1. Logam berat .................................................................
6
2. Tembaga .......................................................................
6
3. Kadmium ......................................................................
8
4. Timbal ..........................................................................
9
5. Fitoremediasi ................................................................ 10
6. Tembakau sebagai model tanaman transformasi ......... 12
7. Kultur cair .................................................................... 13
8. Media MS ..................................................................... 14
9. Pengamatan mikroskopik jaringan tumbuhan pada
cekaman logam............................................................. 15
B. Kerangka Berpikir .............................................................. 16
C. Hipotesis............................................................................. 16
BAB III. METODE PENELITIAN
A. Lokasi dan Waktu Penelitian ............................................. 17
B. Populasi dan Sampel .......................................................... 17
C. Variabel Penelitian ........................................................... 17
D. Rancangan Penelitian ......................................................... 18
E. Prosedur Penelitian............................................................. 18
F. Analisis Data ...................................................................... 21
vii
BAB IV. HASIL PENELITIAN DAN PEMBAHASAN
A. Hasil ..................................................................................
B. Pembahasan ........................................................................
1. Pengaruh Cekaman Cu, Cd, dan Pb terhadap
Pertumbuhan Akar .......................................................
2. Akumulasi Cu, Cd, dan Pb dalam Semaian Tembakau
(Nicotiana tabacum L) dan Anatomi Akar ..................
3. Pengaruh Cekaman Cu, Cd, dan Pb terhadap Warna
Daun Tembakau ...........................................................
BAB V. SIMPULAN DAN SARAN
A. Simpulan ............................................................................
B. Saran ..................................................................................
DAFTAR PUSTAKA ................................................................................
LAMPIRAN
viii
25
38
38
43
48
52
53
54
DAFTAR TABEL
Tabel
Halaman
1 Daftar tanaman hiperakumulator terestrial ……………………………... 2
2 Daftar penelitian cekaman Cu menggunakan sampel tembakau
(Nicotiana tabacum L.) dan tanaman satu famili dengan tembakau…….. 7
3
Daftar penelitian cekaman Cd dengan menggunakan tembakau
(Nicotiana tabacumL.)…………………………………………………... 9
4
Daftar penelitian cekaman Pb menggunakan sampel tembakau
(Nicotiana tabacum L.)…………………………………………………... 10
5
6
7
Daftar komponen penyusun media hara MS……………………………... 14
Daftar perlakuan cekaman logam pada tembakau……………………….. 17
Rekap pengambilan data untuk uji toleransi tembaga…………………… 21
8
9
10
11
12
Rekap pengambilan data untuk uji toleransi kadmium…………………...
Rekap pengambilan data untuk uji toleransi timbal………………………
Rumus Anava satu jalan menurut Sudjana (2005)………………………..
Rerata panjang akar tembakau yang dicekam oleh logam Cu……………
Hasil uji anava satu jalan pengaruh konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan panjang akar tanaman tembakau …………………………..
21
22
22
25
25
13 Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan panjang akar tembakau…………………………………….. 26
14 Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam oleh
logam Cu…………………………………………………………………. 26
15 Hasil uji anava pengaruh konsentrasi
cekaman Cu terhadap
pertambahan jumlah akar tanaman tembakau............................................. 27
16 Akumulasi logam Cu pada akar tanaman tembakau dengan metode AAS
(Atomic Absorbance Spectroscopy)……………………………………… 27
17 Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian tembakau pada
cekaman Cu………………………………………………………………. 27
18 Rerata panjang akar tembakau yang dicekam oleh logam
Cd………………………………………………………………………… 29
19 Hasil uji anava pengaruh konsentrasi cekaman Cd terhadap panjang
akar tanaman tembakau …………………………………………………. 29
ix
20 Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Cd terhadap
pertambahan panjang akar tembakau ……………………………………. 30
21 Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam oleh
logam Cd…………………………………………………………………. 30
22 Hasil uji anava pengaruh konsentrasi
cekaman Cd terhadap
pertambahan jumlah akar semaian tanaman tembakau ………………….. 31
23 Akumulasi logam Cd pada akar tanaman tembakau dengan metode AAS
(Atomic Absorbance Spectroscopy)……………………………………… 31
24 Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian tembakau pada
cekaman Cd………………………………………………………………. 31
25 Rerata pertambahan panjang akar tembakau yang dicekam oleh logam
Pb………………………………………………………………………… 33
26 Hasil uji anava satu jalan pengaruh konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan panjang akar tanaman tembakau………………………....... 33
27 Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau………………………..……………. 34
28 Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam oleh
logam Pb…………………………………………………………………. 34
29 Hasil uji anava pengaruh konsentrasi
cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau……………………………………... 35
30 Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau……………………………………... 35
31 Akumulasi logam Pb pada akar tanaman tembakau dengan metode AAS
(Atomic Absorbance Spectophotometry)…………………………………. 36
32 Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian pada cekaman
Pb………………………………………………………………………… 36
x
DAFTAR GAMBAR
Gambar
Halaman
1
Model uji toleransi dalam media cair………....................................................
13
2
Kerangka berpikir uji toleransi Nicotiana tabacum L. pada kultur cair……....
16
3
Model pot plastik penyisip planlet…………………………………………..... 20
4
Perbandingan morfologi akar semaian Nicotiana tabacum L. pada cekaman
Cu…………………………………………………………………………….. 28
5
Perbandingan warna daun semaianNicotiana tabacum L. pada cekaman Cu..
6
Anatomi membujur akar (perbesaran 40x) Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Cu dengan pewarna methylen blue ……………………..………….. 28
7
Perbandingan morfologi akar semaianNicotiana tabacum L. pada cekaman
Cd……………………………………………………………………………... 32
8
Perbandingan warna daun semaianNicotiana tabacum L. pada cekaman Cd..
9
Anatomi membujur akar (perbesaran 40x) Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Cd dengan pewarna hematoxylin……………………..……………. 33
28
32
10 Perbandingan morfologi akar semaianNicotiana tabacum L. pada cekaman
Pb……………………………………………………………………………... 36
11 Perbandingan warna daun Nicotiana tabacum L. pada cekaman Pb………... 38
12 Perbandingan anatomi akar semaianNicotiana tabacum L. pada cekaman
Pb……………………………………………………………………………... 38
xi
DAFTAR LAMPIRAN
Lampiran
Halaman
1. Pengambilan dan analisis data ……………………………………..
62
2. Langkah kerja penelitian……………………………………...........
74
xii
BAB I
PENDAHULUAN
A.
Latar Belakang Masalah
Luasnya lahan bekas
pertambangan terbuka yang tidak dapat
diberdayakan secara maksimal merupakan masalah serius yang harus segera
ditangani. Penggalian tanah pertambangan menggunakan alat berat menyebabkan
bagian tanah permukaan (top soil) dan tanah bagian tengah (sub soil) tergeser
sedangkan bagian induk yang tidak subur muncul ke permukaan (Murjanto 2011).
Hal ini menyebabkan lahan bekas pertambangan terbuka tidak dapat dimanfaatkan
sebagai lahan pertanian produktif. Di sisi lain diperkirakan setiap tahun antara 50
ribu-100 ribu hektar lahan pertanian subur di Indonesia dialihfungsikan menjadi
area komersial seperti perumahan, pabrik, lokasi usaha, dan perkantoran (Shaleh
13 Juli 2013, www.suaramerdeka.com). Dengan demikian revitalisasi lahan bekas
tambang perlu dilakukan karena semakin terbatasnya lahan produktif pertanian.
Lapisan tanah induk (horizon D atau C) memiliki kandungan mineral
logam yang lebih banyak dan tekstur yang lebih kasar (Sunarminto 2011).
Pengerukan tambang telah memindahkan lapisan tersebut ke permukaan sehingga
tanah menjadi tidak subur. Penyebab lain yaitu limbah tambang yang tidak
ditangani dengan baik. Beberapa studi membuktikan bahwa ditemukan residu
logam pada daerah tambang, seperti ditemukannya logam Cu, Pb, Zn, As, Cd, dan
Hg pada endapan sungai yang berada pada lahan bekas tambang emas Gunung
Pani (Sabtanto & Suhandi 2005). Herman (2005) menyebutkan bahwa proses
pembuangan limbah cair atau tailing pertambangan logam mengandung unsur
pencemar As, Hg, Pb, dan Cd mengakibatkan pencemaran lingkungan.
Konsentrasi logam yang tinggi menyebabkan petumbuhan tanaman terhambat dan
menjadikan lahan tidak produktif (Shakoor et al.2013).
Berbagai upaya penanggulangan pencemaran logam telah dilakukan dan
salah satunya ialah bioremediasi. Beberapa jenis bioremediasi antara lain
menggunakan media tanaman (fitoremediasi) maupun dengan media organisme
1
2
lain seperti fungi. Kelkar dan Bhalerao (2013) menyatakan bahwa mikoriza
mampu menurunkan efek toksik arsenik pada spesies mikoriza Trigonella
foenum-graceum. Daerah pertambangan yang sebagian besar berada di luar pulau
Jawa memiliki karakter tanah kering umumnya berupa podsolik merah kuning
yang memiliki kemampuan menahan air rendah (Sembiring 2007). Dengan
demikian, penggunaan mikoriza yang menuntut kelembaban tinggi sulit
diaplikasikan. Oleh karena itu fitoremediasi menggunakan tanaman merupakan
metode yang lebih tepat digunakan pada tanah kering. Hal ini disebabkan karena
tanaman memiliki ketahanan yang lebih tinggi terhadap faktor lingkungan
dibandingkan dengan fungi, terlebih lagi teknologi transformasi genetik telah
mampu menciptakan tanaman tahan cekaman logam dan faktor ekologi lainnya.
Beberapa tanaman secara alami memiliki kemampuan mengkelat logam
karena mampu tumbuh dengan optimal dalam kondisi tercekam logam sehingga
disebut juga sebagai tanaman akumulator. Beberapa contoh tanaman tersebut
dapat dilihat pada tabel sebagai berikut.
Tabel 1. Daftar tanaman hiperakumulator terestrial (www.wikipedia.org)
No
1
2
3
4
5
Species
Haumaniustrum robertii
Larrea tridentate
Agrostis castellana
Avena strigosa
Crotalaria juncea
Logam
Cu
Cu
Pb
Cd
Cd
Habitus
Semak
Semak kayu
Rerumputan
Rerumputan
Semak
Tanaman-tanaman tersebut mampu bertahan dalam cekaman logam
berat, akan tetapi tidak semua tumbuhan memilki kemampuan sebagai
bioakumulator. Oleh karena itu teknologi transformasi genetik dikembangkan
untuk menciptakan tanaman tahan cekaman logam dengan cara menyisipkan gen
dari tanaman toleran logam.
Penelitian transformasi genetik saat ini telah mengarah ke tujuan
menciptakan tanaman tahan cekaman logam yang menggunakan tanaman model
sebagai sampel. Tanaman model yang digunakan adalah tanaman yang memiliki
respon yang cepat terhadap manipulasi kondisi internal maupun eksternal.
Menurut Ganapathi et al. (2004) tanaman tembakau (Nicotiana tabacum) adalah
3
tanaman kedua setelah tanaman Arabidopsis yang paling banyak digunakan
sebagai tanaman model dalam teknologi rekayasa genetika, kultur jaringan, dan
penelitian
molekuler.
Beberapa
penelitian
transformasi
genetik
telah
menggunakan tembakau sebagai model seperti dalam Li et al. (2010), Anggraito
et al. (2012), dan Zhang et al. (2013). Hal ini menunjukkan bahwa tembakau
sangat berpotensi digunakan sebagai model penelitian transformasi genetik yang
bertujuan untuk menghasilkan tanaman tahan cekaman logam.
Narusaka et al. (2012) menyebutkan tahapan-tahapan pada penelitian
transformasi genetik yang diperantarai oleh Agrobacterium (Agrobacterium
mediated) menggunakan sampel tembakau antara lain yaitu mempersiapkan
tanaman target (4-5 minggu), konstruksi vektor pada Agrobacterium dan inokulasi
transformasi (3 hari), inkubasi tanaman target hasil transformasi (1 bulan), seleksi
putatif tanaman hasil transformasi (10-14 hari), dan uji toleransi atau uji
perbandingan. Dengan demikian diperlukan waktu penelitian yang lama
dikarenakan perlunya uji pendahuluan untuk mengetahui respon tanaman secara
alami sampel terhadap perlakuan.
Oleh karena itu dibutuhkan data mengenai respon tanaman model non
transformasi (wild type) terhadap cekaman logam tertentu. Informasi ini
digunakan sebagai acuan untuk uji toleransi penelitian transformasi genetik
dengan tujuan menciptakan tanaman tahan cekaman logam, sehingga waktu
penelitian dapat dipersingkat dan efisien. Organ tanaman yang diamati adalah
akar, karena akar berperan dalam pengambilan dan transportasi air dan mineral
dari tanah (Hock & Wolf 2005), akar dapat mengakumulasi lebih banyak logam
yang diserap tanaman dibandingkan dengan organ tumbuhan lainnya. Selain itu
letak akar yang langsung bersentuhan dengan tanah atau media tanam
menyebabkan akar memiliki sensitivitas yang lebih besar terhadap faktor abiotik
dalam media dibandingkan daun maupun batang. Dengan demikian organ pertama
yang merespon cekaman logam adalah akar oleh karena itu akar adalah organ
yang tepat untuk digunakan mengamati respon cekaman logam terhadap tanaman.
Pada penelitian ini teknik yang digunakan ialah metode uji toleransi pada
kultur cair. Metode ini banyak digunakan pada penelitian transformasi genetik
4
seperti kacang hijau (Butare et al. 2011), jelai (Mikkelsen et al. 2012) dan jarak
pagar (Tistama et al. 2012). Media cair banyak digunakan karena zat terlarut
mudah diserap oleh tanaman, selain itu mobilitas logam pada media cair lebih
tinggi dibanding dengan media padat.
Akar hasil inkubasi kultur cair ini
kemudian diwarnai dan diamati secara mikroskopik. Berdasarkan latar belakang
di atas dapat disimpulkan bahwa perlu dilakukan penelitian untuk mengetahui
respon tembakau terhadap cekaman logam dengan konsentrasi tertentu. Informasi
ini sangat penting untuk penentuan konsentrasi logam pada uji toleransi penelitian
transformasi genetik yang menggunakan tanaman tembakau sebagai sampel dan
mengetahui, efek logam pada konsentrasi tertentu terhadap morfologi dan anatomi
akar tembakau.
B. RUMUSAN MASALAH
Berdasarkan latar belakang tersebut dirumuskan masalah sebagai berikut.
1. Apakah cekaman berbagai konsentrasi logam Cd, Pb dan Cu berpengaruh
terhadap pertumbuhan akar tembakau?
2. Bagaimana tingkat kerusakan anatomi akar tembakau, akumulasi logam dan
warna daun tanaman pada konsentrasi Cd, Pb dan Cu yang berbeda?
3. Pada konsentrasi berapakah tembakau mampu mentolerir cekaman Cd, Pb dan
Cu?
C. PENEGASAN ISTILAH
Dalam penelitian ini ada beberapa batasan istilah yang digunakan untuk
menghindari salah pengertian sehingga perlu diberikan penegasan.
1. Uji Toleransi
Uji Toleransi adalah uji yang dilakukan untuk mengetahui respon suatu
organisme terhadap cekaman zat tertentu dan menganalisis keberhasilan suatu
perlakuan dalam penelitian tertentu. Uji toleransi pada penelitian ini dilakukan
sebagaimana uji toleransi yang dilakukan oleh Tistama et al. (2011).
5
2. Kultur cair
Kultur cair adalah metode pemeliharaan tanaman yang menggunakan
media cair berisi hara yang dibutuhkan oleh tanaman (Yusnita 2003). Pada
penelitian ini kultur cair mengggunakan media hara setengah MS cair ditambah
dengan logam Cu, Pb, dan Cu dengan konsentrasi yang sudah ditentukan.
3. Tembakau
Tembakau adalah tanaman herba yang digunakan sebagai bahan dasar
rokok. Tanaman tembakau cocok ditanam pada daerah dengan curah hujan ratarata 2000 mm/tahun, suhu optimal antara 21-32 ºC, dan pH antara 5-6 (Anonim
2013). Pada penelitian ini tembakau yang digunakan sebagai sampel adalah
tembakau berumur 3-4 minggu.
D. TUJUAN PENELITIAN
Tujuan dari penelitian ini adalah sebagai berikut.
1. Mengetahui ada tidaknya pengaruh cekaman berbagai konsentrasi logam
Cd, Pb, dan Cu terhadap pertumbuhan akar tembakau.
2. Menganalisis tingkat kerusakan anatomi akar tembakau, akumulasi logam
dan warna daun pada konsentrasi Cd, Pb, dan Cu yang berbeda.
3. Mengetahui konsentrasi Pb, Cu, dan Cd yang mampu ditolerir oleh
tembakau.
E. MANFAAT PENELITIAN
Penelitian
ini
memberikan
beberapa
informasi
yang
dapat
dimanfaatkan oleh peneliti pada bidang terkait. Informasi tersebut antara lain
sebagai berikut.
1. Informasi mengenai tingkat kerusakan akar tembakau pada kadar cekaman
logam Cd, Pb dan Cu yang berbeda. Informasi dapat digunakan sebagai
data acuan penelitian transgenetik dengan tujuan menciptakan tanaman
tahan cekaman logam.
2. Informasi mengenai konsentrasi logam dan metode kultur cair yang dapat
dijadikan acuan bagi penelitian sejenis.
BAB II
TINJAUAN PUSTAKA DAN HIPOTESIS
A. Tinjauan Pustaka
1. Logam Berat
Kontaminasi logam berat menjadi isu yang penting karena banyaknya
kasus pencemaran logam berat yang merugikan kesehatan. Logam berat kationik
yang umumnya bersifat toksik yaitu merkuri, kadmium, timbal, nikel, tembaga,
seng, kromium dan mangan, sedangkan logam berat anionik yang umum adalah
arsenik, molibdenum, selenium, dan boron (NRCS 2000). Logam-logam ini
bersifat toksik baik pada hewan maupun tumbuhan. Akan tetapi tumbuhan secara
umum memilki beberapa mekanisme penyerapan, transportasi dan respon
terhadap cekaman logam berat (Manara 2012; Garg & Singla2011; Cheng 2003;
Taiz & Zeiger 2010)
Kontaminasi logam berat baik pada kadar rendah maupun tinggi pada
makhluk hidup bersifat toksik. Pencemaran logam berat pada lingkungan seperti
tanah dapat menyebabkan efek toksik dalam rantai makanan. Pada tumbuhan
pencemaran logam menyebabkan terganggunya metabolisme seperti menurunnya
jumlah klorofil dan rusaknya struktur sel tumbuhan (Reichman 2002). Pada
hewan dan manusia kontaminasi logam berat menyebabkan beberapa penyakit
seperti kanker, disfungsi ginjal, gangguan reproduksi, dan gangguan tulang
(UNEP 2008). Dalam upaya penanggulangan pencemaran logam berat pada lahan
bekas pertambangan, fitoremediasi dan transformasi genetik berpotensi besar
dalam upaya pendayagunaan kembali lahan bekas tambang.
2. Tembaga
Tembaga adalah elemen pertama dari grup 1B dalam sistem periodik unsur
dan memiliki empat fase oksidatif yaitu: Cu (0), Cu (I), Cu (II), dan Cu (III)
(Reichman
2002).
Seperti
halnya
dengan
perak
dan
emas,
tembaga
diklasifikasikan sebagai logam mulia dan dapat ditemukan langsung dalam bentuk
6
7
unsur. Tembaga memiliki sifat kimia dan fisika yang unik sehingga tembaga
menjadi salah satu logam terpenting.
Pada pertambangan logam mulia seperti emas terdapat residu Cu yang
dihasilkan dan mencemari lingkungan (Manggara et al. 2007). Di dalam tanah,
tembaga hadir secara alami pada beberapa jenis mineral seperti cuprite (Cu2O),
malachite (CuCO3·Cu(OH)2), azurite (2CuCO3·Cu(OH)2), chalcopyrite (CuFeS2),
chalcocite (Cu2S), dan bornite (Cu5FeS4). Kelarutan logam Cu dalam air sangat
dipengaruhi oleh pH, menurut Reddy et al. (1995) Cu larut optimal pada pH 5.15.6. Semakin rendah pH suatu media maka semakin besar kelarutan Cu.
Kontaminasi Cu pada tumbuhan menyebabkan beberapa gejala merugikan
antara lain klorosis daun (Marschner 2012), bahkan dengan konsentrasi yang lebih
tinggi dapat menyebabkan nekrosis daun. Akan tetapi Zhangyuan et al. (2012)
menyebutkan bahwa respon cekaman Cu lebih dominan pada daerah akar (root
part) dari pada daerah batang dan daun (shoot). Gangguan lain seperti rusaknya
jaringan dinding sel, terhambatnya pertumbuhan dan bahkan polimerasi lignin
(Fry et al. 2002; Mahmood et al. 2007; Quiroga et al. 2000). Secara fisiologis Cu
menghambat penyerapan elemen esensial yang diperlukan tanaman seperti
kalsium dan magnesium (Alaoui-Sossé et al. 2003), selain itu menurut Jiang et al.
(2001) kontaminasi Cu juga mempengaruhi pembelah sel antara lain
menyebabkan mitosis-c, terbentuknya jembatan anaphase dan penempelan
kromosom. Dengan demikian Cu dapat menyebabkan mutasi pada sel tumbuhan.
Berikut ini adalah tabel mengenai penelitian tentang Cu.
Tabel 2. Daftar penelitian cekaman Cu menggunakan sampel tembakau
(Nicotiana tabacum L.) dan tanaman satu famili dengan tembakau
Nama
Tanaman
Konsentrasi
Waktu
pH dan jenis
sampel
pemaparan media
Gori et al N. tabacum 50, 100, 150,
20 hari
5.8 (MS padat)
(1998 )
200 μM
Joshi &
Capsicum
0.5, 1.0, 2.0,
35 Hari
5.8 (MS padat)
Kothari
anuum
3.0, 5.0 μM
(2007)
Singh et
N. tabacum 0.32, 3.2, 9.6,96 14 Hari
- (Hoagland
al (2011)
μM
cair)
8
3. Kadmium
Kadmium adalah logam berat yang tidak dibutuhkan oleh tanaman.
Kadmium bersifat toksik bagi tumbuhan maupun manusia. Kehadiran kadmium
meskipun dalam jumlah yang sedikit terbukti mampu menghambat penyerapan
unsur esensial yang dibutuhkan tanaman seperti Ca oleh akar (Kurtyka et al.
2008). Logam Cd juga trebukti mengganggu ekspansi sel sehingga mengganggu
pertumbuhan (Poschenrieder et al. 1989). Larutan media yang mengandung
kadmium menyebabkan berbagai gangguan fisiologis pada tanaman seperti
membuka menutupnya stomata, transpirasi, dan fotosintesis, sedangkan dalam
media tanah kadmium bersifat toksik pada kadar minimal 1.8-2.5 mg/kg tanah
(UNEP 2008). Penyerapan Cd terjadi oleh beberapa mekanisme pengikatan Cd
dengan protein pengikat logam (Liu et al. 2010). Berdasarkan penelitian Zou et al.
(2012) kehadiran Cd dalam sel tumbuhan menyebabkan terganggunya
pembelahan sel dan aberasi kromosom termasuk mitosis-c, patahnya kromosom,
jembatan anafase, dan menempelnya kromosom.
Kadmium secara alami terdapat dalam mantel dan kerak bumi dengan
jumlah yang sangat sedikit yaitu sebanyak 0,4 mg/kg tanah (O’Neill 1994).
Kehadiran kadmium dalam tanah juga dipengaruhi oleh penggunaan pupuk fosfat,
hal ini karena pupuk fosfat mengandung 5-100 mg Cd/kg sehingga konsentrasi
kadmium akan semakin bertambah seiring dengan banyaknya pupuk fosfat yang
digunakan (O’Neill 1994). Pertambangan terbuka seperti emas (Herman et al.
2006) dan batu bara menghasilkan residu kadmium yang dapat mencemari
lingkungan. Ditambah lagi akibat proses tailing tambang yang tidak sempurna
banyak kadmium yang mengendap dalam tanah dan menyebabkan susahnya
revegetasi (Sabtanto & Suhandi 2005). Dengan demikian lahan bekas galian
tambang beresiko tinggi tercemar kadmium.
Kelarutan kadmium sangat dipengaruhi pH. Semakin basa pH media,
semkain rendah tingkat kelarutan Cd. Kadmium cenderung memiliki kelarutan
dan mobilitas tinggi pada kisaran yang lebih tinggi dibanding dengan Cu dan Fe
(John & Laventhal 1995). Sandrint dan Maier (2012) menyebutkan bahwa
toksisitas kadmium pada pH > 4 lebih tinggi dibanding dengan pH < 4, hal ini
9
karena pada pH yang lebih rendah kadmium harus berkompetisi dengan hidrogen
untuk berikatan dengan sel permukaan. Dalam rujukan lain seperti Levine (2013)
disebutkan bahwa kadmium adalah logam yang memiliki titik disasosiasi pada pH
7, naiknya pH secara signifikan di atas 7 menurunkan kelarutan kadmium. Dalam
penelitian ini, pH media pelarut kadmium diatur pada kisaran 5,8 seperti dalam
Kim et al. (2011). Berikut ini adalah tabel mengenai penelitian tentang Cd dengan
sampel tembakau.
Tabel 3.
Daftar penelitian cekaman Cd
(Nicotiana tabacum L.)
Nama
Tanaman
Konsentrasi
sampel
Kim et al.
N. tabacum 0, 100 dan
(2011)
200 μM Cd
Yoshihara
N. tabacum 20μM dan
et al (2006)
100μM
Shukla et al N. tabacum 50,
(2012)
100, 200,
300 μM
Pomponi et N. tabacum 30 μ M
al (2006)
menggunakan sampel tembakau
Waktu
pemaparan
21 Hari
pH dan jenis
media
5.8 (1/2 MS cair)
14 hari
- (1/2 MS cair)
10 hari
- (1/2 MS padat)
9 hari
- (1/2 MS cair)
4. Timbal
Timbal secara alami hadir pada konsentrasi yang sangat rendah dalam
tanah, bebatuan maupun debu, jumlah total timbal pada kerak bumi diperkirakan
3,1x1014 ton (Anonim 2013). Akan tetapi, jumlah yang sedikit ini tetap berefek
toksik apabila diserap oleh makhluk hidup. Pada lahan bekas tambang timbal
ditemukan dalam konsentrasi yang besar, hal ini menyebabkan cekaman Pb yang
merugikan tanaman. Pada daerah padat penduduk pencemaran limbah disebabkan
oleh emisi bahan bakar motor, bekas cat timbal, dan limbah dari ekstraksi logam
(Anonim 2013). Menurut Herman et al. (2006) akumulasi Pb banyak ditemukan
pada lahan bekas tambang emas. Limbah tambang emas umumnya mengandung
berbagai beraneka mineral di antaranya adalah sulfida. Sulfida mempunyai sifat
aktif secara kimiawi, dan apabila bersentuhan dengan udara akan mengalami
oksidasi sehingga membentuk garam bersifat asam dan aliran asam mengandung
sejumlah logam beracun seperti As, Hg, Pb dan Cd.
10
Seperti halnya dengan kadmium, mobilitas timbal dalam tanah sangat
dipengaruhi pH, pH yang rendah meningkatkan mobilitas dan penyerapan timbal
oleh makhluk hidup (Anonim 2013). Kelarutan timbal sangat dipengaruhi oleh pH
media. Reddy et al. (1995) menyebutkan bahwa Pb memiliki respon fluktuatif
terhadap pH, kehadiran Pb pada pH 5.5-5.7 lebih besar dibanding dengan pada pH
5.1-5.4 akan tetapi pada pH < 3 konsentrasi Pb bertambah.
Akumulasi timbal dalam akar paling banyak ditemukan pada dinding sel
dan cekaman timbal menyebabkan menurunnya produktivitas tanaman (Sharma &
Dubey 2005). Penimbunan Pb menyebabkan penurunan pertumbuhan akar,
hilangnya dominansi apikal (Kopittke et al. 2007; Ghelich et al. 2013), sedangkan
Petrescu et al. (2011) menyebutkan bahwa banyaknya kandungan timbal dalam
media tanam berbanding lurus dengan lambatnya pertumbuhan tanaman
Lycopersicum esculentum L. Pada tataran sitologi, kehadiran Pb menyebabkan
aberasi kromosom yang dapat menimbulkan mutasi hal ini dibuktikan dalam
penelitian Kumar & Tripathi (2008) yang mengobservasi sel Lathyrus sativus
yang dicekam oleh Pb. Berikut ini adalah tabel mengenai penelitian tentang Pb
dengan sampel tembakau.
Tabel 4. Daftar penelitian cekaman Pb menggunakan
(Nicotiana tabacum L.)
Nama
Tanaman
konsentrasi
Waktu
sampel
pemaparan
Piano et
N.
0, 2, 20 dan 200 10 hari
al. (2008) tabacum
mg dm-3
Alkhatib N.
10, 15, 50, dan
6 hari
et al
tabacum
100 uM
(2011a)
Alkhatib N.
5, 10, 25, 50,
7 hari
et al
tabacum
100, 300 dan
(2011b)
500 μM
sampel tembakau
pH dan jenis
media
- (-/Cair)
- (Hoagland
cair)
- (Hoagland
cair)
5. Fitoremediasi
Akumulasi logam pada media tanam dapat diserap dan ditranslokasi oleh
tumbuhan. Absorbsi logam tersebut dapat dilakukan dengan beberapa mekanisme
seperti tranportasi simplas, apoplas ataupun translokasi dengan transporter
spesifik (Redjala et al. 2009; Krystofova et al. 2012; Nazar et al. 2012). Di dalam
11
Cobbet (2000) dijelaskan bahwa tanaman memiliki berbagai macam respon pada
pencemaran logam berat, respon tersebut antara lain immobilisasi, pengkelatan
dan kompartementalisasi ion logam, dan respon yang lebih umum seperti etilen
dan stres protein. Immobilisasi adalah respon tanaman dengan menahan logam
agar tidak ditransport ke lokasi lain sedangkan pengkelatan ialah pengikatan ion
logam oleh zat pengkelat yaitu metallothionein (MT) dan phytochelatin (PC)
(Sriprang & Murooka 2007). Adapun kompartemenlisasi ion oleh sel tumbuhan
dilakukan oleh vakuola dengan mencegah ion logam bergerak bebas dalam
sitosol. Sriprang & Murooka (2007) juga menyebutkan bahwa pengikatan logam
oleh PC di dalam sel mengkibatkan menurunnya berat molekul komplek logamPC, komplek tersebut kemudian ditransport ke dalam vakuola oleh antiport logam
atau transporter PC.
Kemampuan tersebut yang kemudian dimanfaatkan dalam fitoremediasi.
Hidayati (2005) menyebutkan bahwa fitoremediasi adalah
pencucian polutan
yang dimediasi oleh tumbuhan, termasuk pohon, rerumputan, dan tumbuhan air.
Beberapa penelitian telah membuktikan bahwa beberapa tanaman berpotensi
sebagai bioremediator alami seperti Psidium guajava (Pery et al. 2010),
Haemanthus dan Mitracarpus scaber (Ayodele & Kiyawa 2010) dan
Tympanotonus fuscatus (Otitoloju & Don-Pedro 2002).
Karakteristik tumbuhan hiperakumulator menurut Hidayati (2005) adalah:
(i) tahan terhadap unsur logam dalam konsentrasi tinggi pada jaringan akar dan
tajuk; (ii) tingkat laju penyerapan unsur dari tanah yang tinggi dibanding tanaman
lain; (iii) memiliki kemampuan mentranslokasi dan mengakumulasi unsur logam
dari akar ke tajuk dengan laju yang tinggi.
Di dalam tanaman bioakumulator terdapat pengkelat alami yaitu
fitokelatin ataupun metallotheonin. Fitokelatin ialah golongan peptida disintesis
oleh sel tumbuhan yang mampu mendetoksifikasi logam. Kandungan glutathion
dalam peptida tersebut mampu mengkelat logam berat seperti Cd, Zn, Cu, dan Pb
dan memiliki struktur umum berupa (γ-Glu-Cys)n-Gly dimana n = 2-11 (Anaspec
2008). Sedangkan metallotheonin adalah protein kaya sistein yang juga mampu
12
mengkelat logam. Cobbet (2000) menyebutkan bahwa kedua peptida tersebut
bekerja secara independen dalam detoksifikasi logam.
Penelitian lain seperti Blaylock et al. (1997) membuktikan bahwa
beberapa zat pengkelat sintetis seperti EDTA (ethylene diamine tetra acetic acid),
EGTA (ethylene glycol tetra acetic acid), dan asam sitrat mampu mengurangi
akumulasi logam berat dalam akar. Akan tetapi penggunaan metode ini kurang
efisien sehingga saat ini upaya telah berkembang ke arah rekayasa genetika.
Beberapa penelitian transformasi genetik yang telah dilakukan dengan tujuan
fitoremediasi yaitu Grispen et al. (2009) yang mentransformasi tembakau dengan
gen AtMb2 dari Arabidopsis dan ATPase HM4 yang bertujuan untuk detoksifikasi
kadmium, sedangkan penelitian lainnya yaitu Anggraito et al. (2012) yang
menyisipkan gen MaMT2 pada tembakau dengan tujuan tahan cekaman Al.
Dengan demikian transformasi genetik secara tidak langsung telah berperan besar
dalam upaya fitoremediasi.
6. Tembakau sebagai Tanaman Model Transformasi
Tanaman tembakau merupakan jenis tanaman komersial yang digunakan
sebagai bahan baku utama rokok. Akan tetapi, dalam perkembangannya tembakau
telah digunakan sebagai tanaman model kedua setelah tanaman Arabidopsis. Dari
tahun 1396 penelitian bioteknologi tanaman dalam periode 1980-1990, 123 di
antaranya menggunakan tembakau sebagai model penelitian (Ganapathi et al.
2004). Data ini menunjukkan bahwa tembakau sangat berpotensi digunakan
sebagai tanaman sampel transfomasi genetik dengan tujuan menciptakan tanaman
toleran cekaman logam.
Secara morfologi tanaman tembakau merupakan tanaman semi tahunan
berumur pendek. Pada umur 3 bulan daun tembakau sudah siap dipanen. Tinggi
maksimal tanaman mencapai 2 meter dengan panjang daun maksimal 45 cm dan
lebar 20 cm. Ukuran daun sesuai dengan ukuran batang tanaman, semakin besar
batang semakin besar daun. Daun berbentuk bulat lanset dan daun bertelinga atau
auriculatus (Anonim 2013). Berbagai penelitian telah menggunakan tembakau
sebagai tanaman model transformasi genetik antara lain Luo et al. (2006),
13
Anggraito et al. (2012), Maheshwari & Kovalchuk (2012) dan Zhang et al.
(2013). Tanaman tembakau banyak digunakan karena masa perkecambahannya
yang singkat namun responsif terhadap faktor lingkungannya.
7. Kultur Cair
Kultur cair merupakan metode penanaman yang menggunakan cairan
sebagai komponen utamanya. Metode ini telah dikembangkan dengan berbagai
tujuan seperti pengoptimalan lahan yang terbatas dan juga sebagai media tanam
dengan kandungan zat tertentu. Dalam penelitian kultur jaringan, kultur cair
banyak digunakan dalam uji tantang terhadap logam maupun zat tertentu yang
hanya mungkin digunakan dalam bentuk cair. Hal ini dibuktikan oleh beberapa
penelitian yang telah memanfaatkan metode kultur cair seperti dalam Longcamp
et al. (2013), Tistama et al. (2012). Pada penelitian ini digunakan model kultur
cair Hede et al. (2001) yang telah dimodifikasi (Gambar 1).
Gambar 1. Model uji toleransi dalam media cair
Gambar di atas menggambarkan model uji toleransi dengan media cair.
Planlet tembakau di tempatkan dalam pot plastik yang di bagian bawah disangga
sterofoam. Komplek pot dan planlet kemudian diapungkan dalam bak berisi 1 liter
media cair. pH larutan disesuaikan dengan jenis logam kemudian aerator
dipasang.
14
8. Media MS (Murashige dan Skoog)
Pada teknologi kultur jaringan terdapat berbagai jenis media antara lain
Knudson C (1946), Heller (1953), Nitsch dan Nitsch (1956), Gamborg dkk. B5
(1976), Linsmaier dan Skoog (LS) (1965), Murashige dan Skoog (1962) serta
woody plant medium (Lloyd dan Mc Cown 1980). Akan tetapi medium MS
mengandung unsur dan persenyawaan yang lebih lengkap dibanding dengan
medium lain. Menurut Yusnita (2003) komponen media kultur yang lengkap
sehingga memenuhi kriteria tersebut sehingga media MS menjadi salah satu
media yang paling banyak digunakan dalam kultur jaringan. Media MS murni
tanpa tambahan zat pengatur tumbuh disebut dengan MS0, media ini biasanya
digunakan sebagai media perkecambahan atau media kontrol. Berikut adalah
kandungan dalam media MS.
Tabel 5. Daftar komponen penyusun media hara MS
No Jenis Senyawa
1
Garam organik
Komponen
Hara makro : NH4NO3, KNO3,
CaCl2.2H2O, MgSO4.7H2O,
dan KH2PO4
Hara mikro: MnSO4.4H2O,
ZnSO4.4H2O, H3BO3, KI,
Na2MoO4.2H2O5,
CuSO4.5H2O, dan CoCl2.6H2O
Thiamin (B1), asam nikotinat,
piridoksin (B6), myo-inositol
2
Vitamin
3
Sumber
karbohidrat
Asam amino
Sukrosa
Bahan pengatur
pH
Bahan pemadat
(Alternatif)
Zat pengatur
tumbuh
(Alternatif)
Persenyawaan
organik kompleks
(Alternatif)
NaOH/KOH atau HCl
4
5
6
7
8
L-glutamin, L-asparagin, Larginin, L-sistein, glisisn dan
adenin
Agar
Auksin, sitokinin dan giberelin
Arang aktif
Fungsi
Memenuhi kebutuhan
mineral yang
diperlukan tanaman
Menstimulasi dan
katalisis pertumbuhan
tanaman
Sumber energi
Menyediakan sumber
nitrogen lebih baik
dibandingkan dengan
nitrogen anorganik
Mengatur pH media
pada kisaran 5.8-6
Memadatkan media
Mengontrol
pertumbuhan dan
diferensiasi sel
Mencegah terjadinya
browning
15
9. Pengamatan Mikroskopik Jaringan Tumbuhan pada Cekaman Logam
Cekaman logam pada tanaman telah diaplikasikan pada banyak penelitian
dan salah satu metode pengujiannya yaitu pengamatan jaringan dengan bantuan
mikroskop. Tujuan metode ini adalah mengetahui lokasi penyebaran logam dalam
jaringan tanaman dan menganalisis efek cekaman pada sitologi sel tanaman.
Untuk mencapai tujuan tersebut jaringan diwarnai agar terlihat jelas dan kontras
pada saat diamati. Jenis pewarna jaringan sangat ditentukan oleh jenis logam yang
digunakan dan tujuan pengamatan. Oleh karena itu setiap logam hanya dapat
diwarnai oleh pewarna tertentu seperti dalam Hede et al. (2001) mewarnai
tanaman pada cekaman logam Al dengan pewarna hematoxilyn.
Pada penelitian dengan cekaman logam lain seperti Cu, Arduini et al.
(1995) yang menggunakan methylen blue pada pewarnaan penampang akar bibit
Pinus pinaster dengan tujuan mengamati lokasi penyebaran Cu. Namun Jiang et
al. (2001) menggunakan pewarna Carbol fuchsin pada akar Zea mays pada uji
cekaman Cu karena bertujuan mengamati morfologi kromosom, sedangkan
Lequeux et al. (2010) menggunakan propidium iodide pada bibit Arabidopsis
thaliana. Pada cekaman logam Pb pewarna yang digunakan pada jaringan
tumbuhan adalah Crytal violet pada Vigna unguiculata (Kopittke et al. 2007) dan
asam rhodizonik dikombinasi dengan dithizon (Baranowska-Morek & Wierzbicka
2004). Pada cekaman Cd beberapa studi menggunakan pewarna yang berbeda
antara lain yaitu Evans blue (Suzuki 2005), hematoxylin (Ratheesh et al.2010),
toluidine blue (Schutzendubel et al. 2010).
16
B. Kerangka berpikir
 Penelitian transformasi genetik
dimanfaatkan untuk menciptakan
tanaman tahan cekaman logam
 Penelitian transformasi genetik
memiliki banyak tahapan sehingga
memerlukan banyak waktu.
Penelitian transformasi genetik
menggunakan tembakau
sebagai sampel.
Perlu dilakukan penelitian untuk menyediakan informasi
mengenai respon tembakau secara wild type
Uji toleransi dengan media cair dengan beberapa jenis logam
Pengukuran panjang dan jumlah akar
Pembuatan preparat akar semipermanen dan pengamatan
mikroskopik
Mendapatkan informasi mengenai konsentrasi logam yang
mampu ditolerir oleh tembakau
Gambar 2. Kerangka berpikir uji toleransi Nicotiana tabacum L. pada kultur cair
C. HIPOTESIS
Berdasarkan tinjauan pustaka di atas maka hipotesis yang dapat dirumuskan
yaitu:
1. Terdapat pengaruh cekaman berbagai konsentrasi Cd, Pb, dan Cu terhadap
pertumbuhan akar tembakau (Nicotiana tabacum L.).
2. Terdapat perbedaan tingkat kerusakan anatomi akar, akumulasi logam dan
warna daun tembakau pada konsentrasi Cd, Pb, dan Cu yang berbeda
(Nicotiana tabacum L.).
3. Tembakau memiliki toleransi terhadap cekaman logam pada konsentrasi
yang lebih kecil dari konsentrasi terbesar masing-masing logam.
BAB III
METODE PENELITIAN
A. Lokasi dan Waktu Penelitian
Penelitian dilakukan di laboratorium Kultur Jaringan Tumbuhan Jurusan
Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam. Pengambilan data
dilaksanakan pada bulan Januari 2014- April 2014.
B. Populasi dan Sampel
Populasi biji tembakau (Nicotiana tabacum) diambil dari Desa Tuksari
Kabupaten Temanggung Jawa Tengah sedangkan sampel dalam penelitian ini
adalah planlet tembakau yang dikecambahkan secara in vitro berumur 3-4 minggu
dan memiliki jumlah daun 5-6.
C. Variabel Penelitian
a. Variabel bebas
Variabel bebas yang digunakan pada penelitian ini adalah sebagai berikut.
Tabel 6. Daftar perlakuan cekaman logam pada tembakau
Logam
Cd (CdCl)2 0 µM 50 µM
Pb
0 µM 5 µM
Pb(NO3)2
Cu
0 µM 50 µM
(CuSO4)
Konsentrasi
Waktu
100 µM 200 µM 300 µM 14 hari
20 µM 50 µM 100 µM 14 hari
pH
5.8
5.5-5.7
100 µM 150 µM 200 µM 14 hari
5.1-5.6
b. Variabel Terikat
Pertumbuhan planlet tanaman tembakau pada saat uji toleransi dengan
dengan parameter:
1. Pertambahan panjang akar, pengukuran dilakukan secara berkala pada hari
pemaparan ke 1, 5, 10, dan 14 pada akar terpanjang tiap sampel.
2. Pertambahan jumlah akar, perhitungan dilakukan secara berkala pada hari
pemaparan ke 1, 5, 10, dan 14.
17
18
c. Variabel Kendali
Variabel kendali yang digunakan dalam penelitian ini antara lain ialah:
a. Suhu ruang tanam dan ruang inkubasi 20-26 0C.
b. Cahaya disuplai oleh 1 lampu TL 40 Watt.
D. Rancangan Penelitian
Penelitian didesain dengan Rancangan Acak Lengkap (RAL). Setiap
perlakuan dilakukan dengan 5 ulangan. Jumlah ulangan menurut (Zulkarnaen
2009) ditentukan menggunakan rumus perlakuan x (ulangan-1) ≥ 15. Berikut
merupakan rancangan penelitian yang akan digunakan.
No
Logam
1
Cu
2
Cd
3
Pb
Total sampel
∑ Perlakuan
5
5
5
Ulangan
5
5
5
∑ Sampel
25
25
25
75
E. Prosedur Penelitian
1. Persiapan sampel
a. Persiapan media
Media yang digunakan adalah media MS (Murashige and Skoog,
1962). Pembuatan media dimulai dengan memasukan larutan stok masingmasing 10 ml (CaCl2.2H2O, MgSO4.7H2O, KH2PO4, NH4NO3, KNO3, hara
mikro, vitamin, myo-inositol, FeEDTA,) ke dalam beker gelas 1 liter,
kemudian disuplemen dengan sukrosa 30 gram dan diaduk sampai homogen.
Selanjutnya setelah homogen larutan ditambah aquades sampai 1 liter dan
kadar pH diatur agar mencapai pH 5.8-6, jika pH masih asam larutan perlu
ditambahkan beberapa tetes NaOH dan jika terlalu basa larutan ditambah
dengan HCl. Kemudian media dipanaskan dan ditambah bubuk agar sebanyak
7,5 g dan diaduk hingga homogen.
Media kemudian dimasukkan ke dalam botol jam ukuran besar dan
ditutup dengan tutup tahan panas, 1 liter media dapat digunakan untuk 24
botol besar. Proses dilanjutkan dengan sterilisasi media dalam autoclav selama
20 menit pada suhu 121º C. Media yang telah disterilisasi kemudian disimpan
19
dalam ruang penyimpanan selama tiga hari untuk mengetahui terjadi tidaknya
kontaminasi.
b. Persiapan eksplan
Di dalam LAF yang sudah dibersihkan dengan alkohol 70 % dan
disinari oleh sinar UV selama 1 jam, eksplan berupa biji N. tabacum
disterilisasi permukaan dengan cara direndam dalam ethanol 70% selama 5
menit, lalu direndam dalam 20% larutan Bayclin (5.25% NaClO) selama 5
menit. Eksplan selanjutnya dibilas dengan air steril sebanyak dua kali,
kemudian dikeringanginkan di atas kertas tissue steril. Sebanyak 3 eksplan
dikecambahkan pada botol jam ukuran 150 ml berisi media MS0 diinkubasi
dalam ruang gelap selama 2 hari kemudian diinkubasi dengan pencahayaan
TL 40 watt dan suhu 26 selama 3-4 minggu.
2. Uji toleransi
a. Persiapan media dan perangkat
Pada uji toleransi terdapat 2 kali pembuatan media yaitu media untuk
aklimatisasi berupa ½ MS0 dan media untuk uji cekaman berupa ½ MS0
ditambah logam (Tistama et al. 2012). Alat-alat berupa beker gelas 1 liter dan
pengaduk disiapkan terlebih dahulu. Larutan stok digunakan sesuai pembuatan
media ½
MS0 dimulai dengan memasukan masing-masing 5 ml larutan stok
(CaCl2.2H2O, MgSO4.7H2O, KH2PO4, NH4NO3, KNO3, hara mikro, vitamin,
myo-inositol, FeEDTA,) ke dalam beker gelas ukuran 1 liter dan diaduk
sampai homogen. Selanjutnya setelah homogen larutan ditambah aquades
sampai 1 liter dan kadar pH diatur pada kisaran 5.8-6 untuk media aklimatisasi
dan disesuaikan menurut jenis logam untuk media uji cekaman, jika pH masih
asam larutan perlu ditambahkan beberapa tetes NaOH namun jika terlalu basa
larutan ditambah dengan HCl.
Alat yang digunakan dalam uji tantang logam ini adalah bak plastik
berukuran 20 x 30 cm untuk menampung media, pot bibit plastik sebagai
wadah planlet, sterofoam untuk menyangga pot, dan aerator. Masing-masing
wadah diisi dengan 1 liter media setengah MS yang sesuai perlakuan. Pot bibit
20
plastik di isi disangga dengan sterofoam agar planlet tidak tenggelam (Gambar
2). Penggaris dipersiapkan untuk mengukur kedalaman media perhari.
Tempat penyisipan planlet.
Gambar 3. Model pot plastik penyisip planlet
b. Aklimatisasi planlet
Planlet yang sudah berumur 3-4 minggu dengan jumlah daun 5-6
dikeluarkan dari botol kultur dan dicuci dengan air mengalir dan disisipkan
pada pot plasik yang sudah dipersiapkan. Planlet ini kemudian diinkubasi pada
media ½ MS0 cair tanpa logam selama 3 hari sebelum dipindahkan ke media
setengah MS yang mengandung logam.
c. Uji cekaman
Planlet tembakau dari tahapan aklimatisasi dipindahkan ke media ½
MS yang mengandung logam setelah inkubasi selama 3 hari, hal ini bertujuan
untuk memastikan plantet dapat beradaptasi pada media cair setelah
sebelumnya ditumbuhkan pada media padat. Alkohol 70% disemprotkan di
sekitar bak untuk menghindari kontaminasi. Planlet tembakau diletakkan di
dalam bak media dan aerator dipasang ke dalam bak media. Aerator berfungsi
mencegah logam dalam media mengendap dan menghomogenkan larutan
media. Pemaparan dilakukan selama 14 hari dan media diperbaharui setiap 3
hari.
d. Pengamatan histologis
Pada pembuatan preparat histologis semipermanen uji toleransi
cekaman logam digunakan pewarna yang berbeda yaitu hematoxylin
(Ratheesh et al.2010) untuk cekaman Cd, methylen blue untuk cekaman Cu
(Arduini et al. 1995) dan crystal violet untuk Pb (Kopittke et al. 2007). Proses
dimulai dengan memilih akar terpanjang dari setiap sampel dan dicuci dengan
21
aquades. Untuk metode whole mount, ujung akar dipotong sepanjang 5 mm
kemudian direndam dalam larutan pewarna selama 10 menit, potongan
kemudian diletakkan pada gelas benda dan ditutup dengan kaca penutup.
Setelah proses penutupan, kaca penutup ditekan dengan hati-hati. Kemudian
preparat diamati di bawah mikroskop dan difoto.
F. ANALISIS DATA
1. Analisis kuantitatif
Data berupa pertumbuhan plantlet pengambilan data dihitung pada akhir
penelitian. Dengan parameter sebagai berikut.
1. Pemanjangan akar, pengukuran dilakukan secara berkala pada hari pemaparan
ke 1, 5, 10, dan 14 pada akar terpanjang tiap sampel.
2. Pertambahan jumlah akar, perhitungan dilakukan secara berkala pada hari
pemaparan ke 1, 5, 10, dan 14.
Tabel 7. Rekap pengambilan data untuk uji toleransi tembaga.
Perlakuan
Ulangan
Jumlah
(Konsentrasi) 1 2 3
4 5
Cu0
Cu1
Cu2
Cu3
Cu4
Keterangan
Cu0 = N. tabacum tanpa kandungan Cu.
Cu1 = N. tabacum dengan konsentrasi Cu 50 μM.
Cu2 = N. tabacum dengan konsentrasi Cu 100 μM.
Cu3 = N. tabacum dengan konsentrasi Cu 150 μM.
Cu4 = N. tabacum dengan konsentrasi Cu 200 μM
Rata-rata
Tabel 8. Rekap pengambilan data untuk uji toleransi kadmium.
Perlakuan
Ulangan
(Konsentrasi) 1 2 3 4
Cd0
Cd1
Cd2
Cd3
Cd4
Jumlah
5
Rata-rata
22
Keterangan
Cd0 = N. tabacum pH 7 tanpa kandungan Cd.
Cd1 = N. tabacum dengan konsentrasi Cd 50 μM.
Cd2 = N. tabacum dengan konsentrasi Cd 100 μM.
Cd3= N. tabacum dengan konsentrasi Cd 200 μM.
Cd4= N. tabacum dengan konsentrasi Cd 300 μM.
Tabel 9. Rekap pengambilan data untuk uji toleransi timbal.
Perlakuan
(Konsentrasi)
Ulangan
1
2
3
4
Jumlah
Ratarata
5
Pb0
Pb1
Pb2
Pb3
Pb4
Keterangan
Pb0 = N. tabacum pH 7 tanpa kandungan Pb.
Pb1 = N. tabacum dengan konsentrasi Pb 5 μM.
Pb2 = N. tabacum dengan konsentrasi Pb 20 μM.
Pb3 = N. tabacum dengan konsentrasi Pb 50 μM.
Pb4 = N. tabacum dengan konsentrasi Pb 100 μM.
Data dianalisis menggunakan uji Analisis Varians (ANAVA) satu jalan
untuk melihat pengaruh tiap kelompok perlakuan. Jika hasil uji Anava signifikan,
maka akan dilakukan uji BNT.
Tabel 10. Rumus Anava satu jalan menurut Sudjana (2005)
Sumber
Variasi
Perlakuan
Derajat
Kebebasan
(dB)
T-1
Jumlah
Kuadrat
(JK)
JKP
Kuadrat
Tengah
(KT)
KTP
Galat
Total
T(t-1)
(r)(t)-1
JKT
JKT
KTG
Keterangan
dB
KT
t(1-1/2α)
JK
F
r
: derajat kebebasan
: kuadrat tengah
: perlakuan atau treatment
: jumlah kuadrat
: nilai frekuensi
: replikasi atau ulangan
F
hitung
KTP
KTG
F Tabel
5%
23
Selanjutnya untuk dapat menolak atau menerima hipotesis, maka F hitung
yang telah diketahui harus dibandingkan dengan F tabel, sehingga kesimpulan
yang dapat diambil adalah:
1) Bila Fh > Ft
Signifikan
 Ho ditolak, Ha diterima.
2) Bila Fh < Ft
Tidak Signifikan
 Ho diterima, Ha ditolak
Apabila perhitungan dengan uji ANAVA memiliki perbedaan signifikan
maka perhitungan dilanjutkan uji BNT 95% dengan rumus:
BNT α= t(1-1/2 α)
2𝐾𝑇𝐺
𝑟
Selanjutnya, selisih rata-rata pada setiap perlakuan dibandingkan dengan
nilai BNT 5%. Apabila nilai selisih rata-rata tersebut lebih besar dari nilai BNT
5%, maka dapat disimpulkan bahwa kedua perlakuan yang diuji berbeda secara
signifikan.
3. Analisis kualitatif
Analisis kualitatif pada penelitian ini dilakukan dengan melakukan
pengamatan terhadap dua parameter yaitu:
1. Anatomi akar
Pengamatan dilakukan setelah inkubasi pada media kultur cair
mengandung kadmium, timbal dan tembaga, pengamatan dilakukan pada hari
ke-14 pemaparan. Proses pembuatan preparat didahului dengan pewarnaan
akar dan dilanjutkan dengan pengamatan dengan mikroskop. Adapun
pengamatan akar akan berfokus pada tingkat kerusakan seperti rusaknya sel
akar dan lokasi penimbunan logam pada akar. Analisis ini dilakukan dengan
membandingkan struktur anatomi akar tembakau yang dicekam oleh logam
pada berbagai konsentrasi dengan struktur anatomi akar tembakau pada media
kontrol.
Akar kemudian diwarnai dengan pewarna Hematoxilyn untuk Cd
(Ratheesh et al. 2010), methylen blue untuk cekaman Cu (Arduini et al. 1995)
dan crystal violet untuk Pb (Kopittke et al. 2007) dan diamati di bawah
24
mikroskop. Dengan mengamati struktur anatomi akar dapat diketahui
distribusi penimbunan logam dalam akar seperti yang dilakukan dalam
Tistama et al. (2011).
2. Warna daun
Pengamatan warna daun dilakukan seperti halnya pada pengamatan
kualitatif yakni pada pemaparan pada hari ke-14. Pengamatan ini bertujuan
untuk mengetahui efek cekaman logam terhadap daun. Analisis yang
dilakukan yaitu membandingkan warna daun pada tiap perlakuan dengan
warna daun pada media kontrol. Analisis warna daun dilakukan dengan
menggunakan chlorophyll meter untuk membandingkan tingkat klorosis daun.
Daun seedling pada konsentrasi kontrol diharapkan memiliki morfologi daun
yang lebih baik dibanding dengan tanaman yang berapa pada media yang
mengandung logam.
BAB IV
HASIL PENELITIAN DAN PEMBAHASAN
A. Hasil Penelitian
1. Uji Toleransi Logam Cu
Hasil penelitian uji toleransi tanaman tembakau (Nicotiana tabacum
L.) terhadap cekaman tembaga (Cu) pada parameter pengamatan pertambahan
panjang, pertambahan jumlah akar, akumulasi logam, hasil uji anava satu
jalan, dan uji BNT disajikan pada Tabel 11-17.
Tabel 11. Rerata panjang akar tembakau yang dicekam oleh logam Cu
Konsentrasi Cu
(µM)
0
50
100
150
200
Jumlah total
Rata-rata total
Pertambahan panjang akar
(ulangan)
1
2
3
4
5
6
7
10
4
20
8
5
7
9
6
6
5
7
5
6
0
0
2
5
7
3
0
1
4
4
Jumlah
Rata-rata
47
35
29
14
12
137
9.4
7.0
5.8
2.8
2.4
5.48
Data pada Tabel 11 menunjukkan bahwa pertambahan panjang akar
cenderung semakin kecil seiring bertambahnya konsentrasi Cu dalam larutan
media. Oleh karena itu untuk mengetahui ada tidaknya pengaruh Cu terhadap
pertambahan panjang akar data diuji dengan anava satu jalan (Tabel 12).
Tabel 12. Hasil uji anava satu jalan pengaruh konsentrasi cekaman Cu
terhadap pertambahan panjang akar tanaman tembakau
Sumber
Jumlah
Keragaman Kuadrat
Perlakuan 172.24
Galat
224.00
Umum
396.24
Derajat
bebas
4
20
24
Kuadrat
Tengah
43.06
11.20
F Hitung
3.844*
F tabel
5%
2.87
* berbedasignifikan pada taraf 5%
Tabel 12 menyajikan data yang menunjukkan bahwa konsentrasi Cu
berpengaruh signifikan terhadap pertambahan panjang akar tanaman tembakau
25
26
pada p<0.05. Selanjutnya dilakukan uji BNT untuk mengetahui konsentrasi
manakah yang berbeda nyata dengan kontrol, hasil uji BNT disajikan pada
Tabel 13.
Tabel 13. Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan panjang akar tembakau
Konsentrasi Cu
( µM)
0
50
100
150
200
Rerata panjang
akar
9.4a
7.0a
5.8a
2.8b
2.4b
*Angka yang dibuktikan oleh huruf yang berbeda pada kolom yang sama berarti berbeda
signifikan dengan kontrol pada uji BNT α=0,05
Data uji BNT menunjukkan bahwa rerata pertambahan panjang akar
pada konsentrasi 150 µM dan konsentrasi 200 µM Cu berbeda signifikan pada
taraf 5 % dengan konsentrasi 0 µM. Di sisi lain pertambahan panjang akar
pada konsentrasi 50 µM Cu dan 100 µM Cu tidak berbeda nyata dengan
konsentrasi 0 µM (Tabel 13).
Tabel 14. Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam
oleh logam Cu
Konsentrasi Cu
(µM)
0
50
100
150
200
Jumlah total
Rataan total
Pertambahan jumlah
akar (ulangan)
1
2
3
4
5
1
3
9
8
4
3
4
5
4
7
8
0
4
6
4
1
4
6
0
7
2
1
2
3
2
Jumlah
Rata-rata
25
23
22
18
10
98
5.0
4.6
4.4
3.6
2.0
3.92
Rekapitulasi rerata pertambahan jumlah akar pada Tabel 14
menunjukkan bahwa tidak adanya konsistensi pengaruh konsentrasi Cu
terhadap penurunan jumlah akar. Oleh karena itu analisis anava satu jalan
dilakukan untuk mengetahui ada tidaknya pengaruh Cu terhadap pertambahan
jumlah akar (Tabel 15).
27
Tabel 15. Hasil uji anava pengaruh konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan jumlah akar tanaman tembakau
Sumber
Keragaman
Perlakuan
Galat
Umum
tn
Jumlah
Kuadrat
28.240
129.600
157.840
Derajat
bebas
4
20
24
Kuadrat
Tengah
7.060
6.480
F tabel
F
Hitung
5%
tn
1.090
2.87
tidak berbeda signifikan
Uji anava satu jalan menunjukkan bahwa konsentrasi Cu tidak
berpengaruh signifikan terhadap pertambahan jumlah akar tanaman tembakau
pada level p<0.05 (Tabel 15).
Tabel 16. Akumulasi logam Cu pada akar tanaman tembakau dengan metode
AAS (Atomic Absorbance Spectrophotometry).
Konsentrasi Cu (µM) Kadar Cu (µg/g)
0
tdk terdeteksi
50
tdk terdeteksi
100
0.206209
150
0.344913
200
3.453577
Tabel 16 menyajikan data akumulasi Cu pada akar tembakau.
Akumulasi Cu positif ditemukan pada konsentrasi 100 µM, 150 µM, dan 200
µM Cu. Pada konsentrasi 0 µM dan 50 µM tidak ditemukan akumulasi Cu.
Data tersebut memperlihatkan hubungan linear antara konsentrasi Cu dengan
kadar Cu dalam akar, semakin tinggi konsentrasi Cu semakin besar
kandungan Cu yang dideteksi di dalam akar.
Tabel 17. Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian tembakau
pada cekaman Cu
Parameter
0
+++
++
50
+++
++
Konsentrasi (µM)
100
150
+++
+++
++
++
Warna Daun
Tekstur akar
Keterangan:
Warna daun : hijau (+++) dan hijau kekuningan (++)
Tekstur akar: keras (+++) dan keras cenderung lunak (++)
200
+++
++
Tabel 17 menunjukkan bahwa tidak ada perbedaan warna daun dan
tekstur akar yang signifikan pada kontrol dan perlakuan.Oleh karena itu dapat
28
disimpulkan bahwa cekaman Cu pada penelitian ini tidak menyebabkan
klorosis.
Gambar 4. Perbandingan morfologi akar semaian Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Cu dengan konsentrasi a) 0 µM (Bar = 8 mm), b) 50 µM
(Bar = 5 mm), c) 100 µM (Bar = 8 mm), d) 150 µM (Bar = 7 mm),
dan e) 200 µM (Bar = 4 mm).
Gambar 5. Perbandingan warna daun semaian Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Cu dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 50 µM, c) 100 µM,
d) 150 µM, dan e) 200 µM. Bar = 10 mm.
Keterangan :
Index warna daun: 1 (20,1 mg/l), 2 (25,8 mg/l), 3 (31,8 mg/l), 4 (36,2 mg/l),
5 (40,3 mg/l) dan 6 (44,8 mg/l). Satuan mg/l menunjunkan jumlah nitrogen
yang dibutuhkan
S
S
S
S
S
Gambar 6. Anatomi membujur akar (perbesaran 40x) Nicotiana tabacum L.
pada cekaman Cu dengan pewarna methylen blue. a) 0 µM, b) 50
µM, c) 100 µM, d) 150 µM, dan e) 200 µM.
29
Gambar 6 menunjukkan adanya deposit Cu (Cu, panah) pada silinder
pusat (S, panah) pada zona elongasi akar semaian Nicotiana tabacum L.
setelah 14 hari perlakuan dengan kosentrasi Cu; 100 µM, 150 µM, dan 200
µM. Logam Cu terdeteksi dengan pewarnaan menggunakan methylen blue,
pada konsentrasi 150 µM dan 200 µM terdapat timbunan berkas berwarna
terang di antara sel-sel meristematik.
2. Uji Toleransi Logam Cd
Hasil penelitian uji toleransi tanaman tembakau terhadap cekaman
kadmium
(Cd)
pada
parameter
pengamatan
pertambahan
panjang,
pertambahan jumlah akar, akumulasi logam, dan hasil uji anava satu jalan dan
uji BNT disajikan pada Tabel 18-24.
Tabel 18. Rerata panjang akar tembakau yang dicekam oleh logam Cd
Konsentrasi
Cd (µM)
Pertambahan panjang akar
(ulangan)
1
2
3 4
5
17 7
6 9
6
5
3
4 4
6
5
4
3 4
4
4
4
4 2
3
0
2
9 6
1
Jumlah
Rata-rata
0
45
50
22
100
20
200
17
300
18
Jumlah total
122
Rata-rata total
Tabel 18 menyajikan data yang menunjukkan bahwa
9.0
4.4
4.0
3.4
3.6
4.88
pertambahan
panjang akar cenderung semakin menurun seiring bertambahnya konsentrasi
Cd dalam larutan media. Selanjutnya untuk mengetahui ada tidaknya pengaruh
Cd maka data diuji dengan analisis anava satu jalan (Tabel 19).
Tabel 19. Hasil uji anava pengaruh konsentrasi cekaman Cd terhadap panjang
akar tanaman tembakau
Sumber
Keragaman
Perlakuan
Galat
Umum
Jumlah
Kuadrat
109.04
153.60
262.64
* berbeda signifikan pada taraf 5%
Derajat
bebas
4
20
24
Kuadrat
Tengah
27.26
7.68
F
F tabel
Hitung
5%
3.55*
2.87
30
Hasil anava satu jalan pada Tabel 19 menunjukkan bahwa konsentrasi
Cd berpengaruh signifikan terhadap panjang akar tanaman tembakau pada
level p<0.05. Dengan demikian untuk mengetahui konsentrasi manakah yang
berbeda nyata dengan kontrol perlu dilakukan uji BNT yang
hasilnya
disajikan pada Tabel 20.
Tabel 20. Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Cd terhadap
pertambahan panjang akar tembakau
Konsentrasi Cd
Rerata panjang
(µM)
akar
0
9.0a
50
4.4b
100
4.0b
200
3.4b
300
3.6b
Angka yang dibuktikan oleh huruf yang berbeda pada kolom yang sama berarti berbeda
signifikan dengan kontrol pada uji BNT α=0,05
Hasil uji BNT menunjukkan bahwa rerata panjang akar pada semua
konsentrasi Cd yaitu; 50 µM Cd, 100 µM Cd, 200 µM Cd, dan 300 µM
berbeda nyata pada taraf 5% dengan konsentrasi 0 µM (Tabel 20).
Tabel 21. Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam
oleh logam Cd
Pertambahan jumlah
Konsentrasi
akar (ulangan)
Jumlah
Rata-rata
Cd (µM)
1
2
3 4
5
0
16 7
5 9
5
42
8.4
50
5 5
3 6
4
23
4.6
100
7 12 4 8
8
39
7.8
200
7 13 10 8
3
41
8.2
300
8 2
3 8
8
29
5.8
Jumlah total
174
Rata-rata total
6.79
Data pada Tabel 21 menyajikan rekapitulasi rerata pertambahan akar
pada cekaman. Data selanjutnya diuji dengan analisis anava satu jalan untuk
mengetahui ada tidaknya pengaruh Cd terhadap pertambahan jumlah akar
(Tabel 22).
31
Tabel 22. Hasil uji anava pengaruh konsentrasi cekaman Cd terhadap
pertambahan jumlah akar semaian tanaman tembakau.
Sumber
Keragaman
Perlakuan
Galat
Umum
Jumlah
Kuadrat
56.160
212.800
268.960
Derajat
bebas
4
20
24
Kuadrat
Tengah
14.040
10.640
F
Hitung
1.320tn
F tabel
5%
2.87
tn
tidak signifikan pada taraf 5%
Hasil uji anava satu jalan menunjukkan bahwa konsentrasi Cd tidak
berpengaruh signifikan terhadap pertambahan jumlah akar tanaman tembakau
pada p<0.05 (Tabel 22).
Tabel 23. Akumulasi logam Cd pada akar tanaman tembakau dengan metode
AAS (Atomic Absorbance Spectroscopy).
Konsentrasi Cd (µM)
Kadar Cd (µg/g)
0
50
100
200
300
Tidak terdeteksi
Tidak terdeteksi
0.72164
18.860594
8.310196
Tabel 23 menunjukkan bahwa logam Cd ditemukan di setiap sampel
pada konsentrasi 50, 100, 200 dan 300 µM. Adapun kandungan kadmium
terbesar ditemukan pada konsentrasi 200 µM Cd dan terendah pada
konsentrasi 0 µM.
Tabel 24. Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian tembakau
pada cekaman Cd
Parameter
0
+++
+++
50
++
++
Konsentrasi (µM)
100
200
++
++
++
+
Warna daun
Tekstur akar
Keterangan:
Warna daun: hijau (+++) dan hijau kekuningan (++)
Tekstur akar : keras (+++) dan keras cenderung lunak (++)
300
++
+
Tabel 24 menunjukkan bahwa terdapat perbedaan warna daun dan
tekstur akar yang signifikan pada kontrol dan perlakuan.Klorosis pada daun
32
mulai terlihat pada konsentrasi 50µM dan tidak terlihat pada kontrol. Semakin
tinggi konsentrasi Cd, tekstur akar semakin lunak.
Gambar 7. Perbandingan morfologi akar semaian Nicotiana tabacum L.
pada cekaman Cd dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 50 µM, c)
100 µM, d) 200 µM, dan e) 200 µM. Bar: 10 mm.
a
Gambar 8.
b
c
d
e
Perbandingan warna daun semaian Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Cd dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 50 µM, c) 100
µM, d) 200 µM, dan e) 200 µM
Keterangan :
Index warna daun 1 (20,1 mg/l), 2 (25,8 mg/l), 3 (31,8 mg/l), 4 (36,2 mg/l),
5 (40,3 mg/l) dan 6 (44,8 mg/l). Satuan mg/l menunjukkan jumlah nitrogen
yang dibutuhkan
e
a
b
Gambar 9.
Anatomi membujur akar (perbesaran 4x10) Nicotiana tabacum
L. pada cekaman Cd dengan pewarna hematoxylin. a) 0 µM,
b) 50 µM, c) 100 µM, d) 200 µM, dan e) 300 µM.
d
33
Gambar 9 menunjukkan adanya deposit Cd (tanda panah) pada silinder
pusat (C) pada zona elongasi akar semaian Nicotiana tabacum L. setelah 14
hari pemaparan logam Cd dengan konsentrasi;50µM, 100 µM, 200 µM, dan
300 µM. Pada konsentrasi 200 µM dan 300 µM terdapat timbunan debris sel
akar yang mati di sekitar akar.
3. Uji Toleransi Logam Pb
Hasil penelitian uji toleransi tanaman tembakau (Nicotiana tabacum L)
terhadap cekaman timbal (Pb) pada parameter pertambahan panjang akar,
pertambahan jumlah akar, akumulasi logam dan uji anava satu jalan dan BNT
Tabel 25-31.
Tabel 25. Rerata pertambahan panjang akar tembakau yang dicekam oleh
logam Pb.
Konsentrasi Pertambahan panjang Akar
Pb (µM)
1
2 (Ulangan)
3
4
5
0
10 11
15 8
14
5
8
17
9
9
8
20
16 3
0
3
2
50
1
6
4
2
4
100
3
5
2
2
3
Jumlah total
Rata-rata total
Jumlah
Rataan
58
51
24
17
15
165
11.6
10.2
4.8
3.4
3.0
6.6
Tabel 25 menunjukkan adanya pengaruh konsentrasi Pb terhadap
pertambahan
panjang
akar.
Pertambahan
panjang
menurun
seiring
bertambahnya konsentrasi Pb dalam larutan media. Data selanjutnya diuji
dengan analisis anava satu jalan untuk mengetahui ada tidaknya pengaruh Pb
terhadap pertambahan panjang akar (Tabel 26).
Tabel 26. Hasil uji anava satu jalan pengaruh konsentrasi cekaman Cu terhadap
pertambahan panjang akar tanaman tembakau.
Sumber
Keragaman
Perlakuan
Galat
Umum
Jumlah
Kuadrat
322
276
598
Derajat
bebas
4
20
24
**berbeda sangat signifikan pada taraf 1%
Kuadrat
F
Tengah Hitung
80.5
5.833**
13.8
F tabel
1%
4.43
34
Hasil uji anava satu jalan menunjukkan bahwa konsentrasi Pb
berpengaruh sangat signifikan terhadap pertambahan panjang akar tanaman
tembakau pada level p<0.01 (Tabel 26). Dengan demikian untuk mengetahui
konsentrasi manakah yang berbeda nyata dengan kontrol perlu dilakukann uji
BNT yang disajikan pada Tabel 27.
Tabel 27. Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau
Konsentrasi Pb
(µM)
0
5
20
50
100
Rerata panjang
akar
11.6 a
10.2 a
4.8b
3.4b
3.0b
Angka yang dibuktikan oleh huruf yang berbeda pada kolom yang sama berarti berbeda
signifikan dengan kontrol pada uji BNT α=0,05
Hasil uji BNT pada Tabel 27 yaitu hasil uji lanjut BNT menunjukkan
bahwa rerata panjang akar pada konsentrasi Pb yaitu; 20 µM Pb, 50 µM Pb,
dan 100 µM Pb berbeda nyata dengan konsentrasi 0 µM pada taraf 5%. Pada
konsentrasi 5 µM Pb tidak berbeda nyata dengan kontrol.
Tabel 28. Rerata pertambahan jumlah akar tanaman tembakau yang dicekam
oleh logam Pb
Konsentrasi
(µM)
Pertambahan jumlah
akar (Ulangan)
1 2 3
4
5
8 7 10
7
5
7 3 5
3
6
5 2 3
1
4
3 1 6
4
4
1 2 3
1
3
Jumlah
Rata-rata
0
37
7.4
5
24
4.8
20
15
3.0
50
18
3.6
100
10
2.0
Jumlah total
104
Rata-rata total
4.16
Tabel 28 menunjukkan bahwa konsentrasi Pb secara signifikan
menyebabkan menurunnya pertambahan jumlah akar. Selanjutnya untuk
mengetahui ada tidaknya pengaruh Pb maka data diuji dengan analisis anava
satu jalan (Tabel 29).
35
Tabel 29. Hasil uji anava pengaruh konsentrasi cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau
Sumber Keragaman Jumlah
Derajat Kuadrat
F
F tabel
Kuadrat
bebas
Tengah Hitung
1%
Perlakuan
86.160
4
21.540 8.098**
4.43
Galat
53.200
20
2.660
Umum
139.360
24
** berbeda sangat signifikan pada taraf 1%
Tabel 29 menyajikan hasil anava satu jalan yang menunjukkan bahwa
konsentrasi Pb berpengaruh sangat signifikan terhadap pertambahan jumlah
akar tanaman tembakau pada level p<0.01. Dengan demikian untuk
mengetahui konsentrasi manakah yang berbeda nyata dengan kontrol perlu
dilakukannya uji BNT yang disajikan pada Tabel 30.
Tabel 30. Hasil uji BNT pengaruh berbagai konsentrasi cekaman Pb terhadap
pertambahan jumlah akar tembakau
Konsentrasi Pb
(µM)
0
5
20
50
100
Rerata jumlah akar
7.4 a
4.8b
3.0 bc
3.6 bc
2.0c
Angka yang dibuktikan oleh huruf yang berbeda pada kolom yang sama berarti berbeda
signifikan dengan kontrol pada uji BNT α=0,05
Hasil
uji lanjut BNT pada Tabel 30 menunjukkan bahwa rerata
pertambahan jumlah akar pada semua konsentrasi Pb yaitu; 5 µM Pb, 20 µM
Pb, 50 µM Pb, dan 100 µM Pb berbeda nyata dengan konsentrasi 0 µM pada
taraf 5%.
36
Tabel 31. Akumulasi logam Pb pada akar tanaman tembakau dengan metode
AAS (Atomic Absorbance Spectophotometry).
Konsentrasi Pb
(µM)
0
5
20
50
100
Kadar Pb (µg/g)
Tidak terdeteksi
Tidak terdeteksi
Tidak terdeteksi
Tidak terdeteksi
0.02392
Tabel 31 menunjukan bahwa akumulasi timbal hanya pada kosentrasi
100 µM (0.02392 µg/g). Pada konsentrasi lain tidak ditemukan adanya deposit
timbal dalam sampel.
Tabel 32. Hasil pengamatan kualitatif pada daun dan akar semaian pada
cekaman Pb.
Konsentrasi (µM)
Parameter
0
5
20
50
100
Warna daun
+++
+++
+++
+++
++
Tekstur akar
+++
+++
+++
++
++
Keterangan:
Warna daun: hijau (+++) dan hijau kekuningan (++)
Tekstur akar : keras (+++) dan keras cenderung lunak (++)
Tabel 32 menunjukkan bahwa terdapat perbedaan warna daun dan
tekstur akar pada kontrol dan perlakuan. Klorosis pada daun terlihat pada
konsentrasi 100µM dan tidak terlihat pada kontrol. Semakin tinggi konsentrasi
Pb maka tekstur akar semakin lunak.
Gambar 10.
Perbandingan morfologi akar semaian Nicotiana tabacum L.
pada cekaman Pb dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 5 µM, c) 20
µM, d) 50 µM, dan e) 100 µM. Bar: 10 mm.
37
Gambar 11. Perbandingan warna daun Nicotiana tabacum L. pada cekaman
Pb dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 5 µM, c) 20 µM, d) 50 µM, dan
e) 100 µM.
Keterangan :
Index warna daun 1 (20,1 mg/l), 2 (25,8 mg/l), 3 (31,8 mg/l), 4 (36,2 mg/l), 5 (40,3
mg/l) dan 6 (44,8 mg/l). Satuan mg/l menunjukkan jumlah nitrogen yang
dibutuhkan
S, Pb
S
S,Pb
S,Pb
S
a
b
c
d e
Gambar 12. Perbandingan anatomi akar semaian Nicotiana tabacum L. pada
cekaman Pb dengan konsentrasi a) 0 µM, b) 5 µM, c) 20 µM, d)
50 µM, dan e) 100 µM
Gambar 12 menunjukkan adanya deposit Pb (Pb, panah) pada silinder
pusat (S,panah) pada zona elongasi akar semaianNicotiana tabacum L. yang
dicekam pada konsentrasi 20, 50, dan 100 µM. Akumulasi Pb ditunjukkan
adanya penimbunan pewarna crystal violet sepanjang daerah pengangkut akar.
38
B. Pembahasan
1. Pengaruh Cekaman Cu, Cd dan Pb terhadap Pertumbuhan Akar
Pada penelitian ini parameter pertambahan panjang dan jumlah akar
masing-masing cekaman logam menunjukkan respon yang berbeda. Cekaman
Cu dan Cd menghambat pertambahan panjang akar (Tabel 12 & 19), namun
tidak berpengaruh pada pertambahan jumlah akar (Tabel 15 & 22). Sedangkan
cekaman Pb menghambat pertambahan jumlah dan panjang akar (Tabel 26 &
28). Pada dasarnya hasil penelitian menunjukkan bahwa kehadiran logam
berat dalam media tanam mampu menghambat pertumbuhan akar.
Pada cekaman Cu pertambahan panjang akar terhambat sedangkan
pertambahan jumlah akar tidak terhambat dan tidak ada hambatan signifikan
pada bagian daun dan batang (aerial part) seperti klorosis dan sebagainya. Hal
ini menunjukkan bahwa Cu sebenarnya tidak mempunyai tingkat toksisitas
yang tinggi terhadap tanaman karena Cu adalah salah satu mikronutrien yang
dibutuhkan oleh tumbuhan. Namun, meskipun Cu merupakan bagian dari
komponen mikronutrien bukan berarti kehadiran Cu tidak menghambat
pertumbuhan.
Kehadiran Cu pada konsentrasi yang tinggi menyebabkan
gangguan antara lain yaitu peningkatan permeabilitas plasmalema (Arduini et
al. 1995) sehingga meningkatkan akumulasi Cu dalam sel. Peningkatan
absorbsi Cu menyebabkan mengendurnya ikatan penyusun membran sel
seperti fosfolipid, protein, oligosakarida dan glikolipid.Pernyataan tersebut
didukung oleh Fry et al. (2002) yang menyebutkan bahwa Cu menyebabkan
rusaknya dinding sel sehingga menyebabkan membran sel rusak. Semakin
banyak kerusakan membran sel maka semakin rendah kemampuan sel untuk
menyeleksi mineral yang akan diserap. Konsentrasi Cu yang tinggi
menyebabkan kompetisi antar mineral, dengan banyaknya Cu yang
diakumulasi oleh sel akar maka penyerapan elemen esensial seperti Ca, Fe dan
Mg yang diperlukan tanaman semakin terhambat. Pada akhirnya metabolisme
sel akar terganggu sehingga pertambahan panjang akar terhambat.
Pertambahan panjang akar pada konsentrasi 150 dan 200 µM berbeda
nyata dengan kontrol pada taraf 5% sedangkan konsentrasi 50 dan 100 µM
39
tidak berbeda nyata. Hal ini terjadi karena semakin tinggi konsentrasi Cu
dalam media semakin banyak Cu diserap oleh akar, akan tetapi respon
tanaman dipengaruhi pula oleh adanya mekanisme pertahanan terhadap
cekaman logam. Dengan kata lain konsentrasi 50 dan 100 µM mampu
ditoleransi oleh tembakau. Pada konsentrasi yang lebih tinggi, penyerapan Cu
lebih besar sehingga efek toksik lebih terlihat. Akibat cekaman Cu, mineral
penting seperti Ca, K, P, dan Mn konsentrasinya menurun (Lequex et al.
2010). Gangguan penyerapan mineral akibat cekaman Cu terjadi pada Zea
mays (Jiang et al. 2001), dijelaskan pula bahwa cekaman Cu menyebabkan
beberapa hambatan pada pembelahan sel seperti patahnya kromosom,
terjadinya mitosis-c, dan terbentuknya jembatan anafase. Abnormalitas
tersebut disebabkan karena calmodulin (CaM) tidak mampu mengaktifkan
enzim
Ca-ATPase
sehingga
mempengaruhi
integritas
nukleolus.
Berkurangnya Ca disebabkan oleh menurunnya selektivitas membran sel yang
kemudian mempengaruhi konsentrasi Ca dalam sel, ion Cu pada konsentrasi
tinggi cenderung menggantikan Ca pada situs pertukaran ion (Jiang et al.
2001). Intervensi tersebut kemudian mempengaruhi metabolisme sel sehingga
menghambat pertambahan panjang akar.
Pada parameter pertambahan jumlah akar Nicotiana tabacum L.
cekaman Cu tidak berpengaruh signifikan (Tabel 15). Tidak bertambahnya
jumlah akar dimungkinkan karena peran Cu sebagai mikronutrien yang
dibutuhkan tanaman dan rendahnya respon inisiasi akar baru dibanding
dengan respon elongasi akar terhadap cekaman Cu (Arduini et al. 1995).
Dalam penelitian ini dijelaskan bahwa inisiasi akar baru dan akar lateral
semaian Pinus pinaster tidak dipengaruhi oleh cekaman Cu. Fenomena serupa
ditemukan oleh Mahmood et al. (2007) yang menyatakan bahwa konsentrasi
Cu tidak berpengaruh terhadap jumlah akar. Terbentuknya akar baru dan akar
lateral pada tembakauumumnya berada pada zona diferensiasi dibandingkan
dengan zona elongasi yang berdekatan dengan tudung akar sehingga tidak
sepenuhnya terganggu oleh cekaman logam. Meskipun demikian Lequex et al.
(2010) menemukan bahwa konsentrasi Cu menyebabkan terganggunya
40
regulasi hormon pengatur tumbuh
yakni menyebabkan produksi sitokinin
yang berlebihan pada tudung akar sehingga mengganggu aktivitas mitotik
dalam akar yang menyebabkan pembentukan akar baru dan pemanjangan akar
terhambat.
Hasil serupa terdapat pada cekaman Cd yaitu pertambahan panjang
akar berbeda signifikan (Tabel 19) akan tetapi pertambahan jumlah akar tidak
berbeda signifikan (Tabel 22). Mineral Cd tidak memiliki fungsi biologis
sehingga bersifat toksik bagi makhluk hidup meskipun pada konsentrasi yang
rendah. Pada penelitian ini, semakin besar konsentrasi Cd dalam media
semakin sedikit pertambahan panjang akar. Terhambatnya pertumbuhan akar
ini disebabkan oleh absorbsi Cd pada daerah akar. Pada uji BNT pertambahan
panjang akar, hasil pemaparan Cd berbeda nyata dengan kontrol pada taraf
5%. Pada sampel kontrol terjadi pertambahan panjang akar maksimum karena
sel-sel akar tidak mengalami keracunan. Pada tanaman, Cd2+ diserap oleh akar
melalui jalur simplas atau apoplas. Secara fisiologis, cekaman Cd
mempengaruhi keseimbangan kadar makronutrien dan mikronutrien dalam
tumbuhan karena Cd mampu diikat oleh transporter mineral mikronutrien
seperti ZIP (Zinc transporter) yang menyebabkan penyerapan mineral menjadi
berkurang. Secara in vitro Goncalves et al (2009) membuktikan bahwa
kehadiran Cd dalam media mampu mempengaruhi keseimbangan kadar
makronutrien dan mikronutrien. Hal ini terjadi karena konsentrasi ion Cd yang
melimpah pada media menyebabkan adanya kompetisi antar ion baik secara
eksternal maupun internal.
Pada level sitologis kehadiran Cd menyebabkan beberapa abnormalitas
seperti patahnya kromosom, terbentuknya jembatan anafase dan lainnya (Zou
et al. 2012). Gangguan sitologis tersebut pada akhirnya mempengaruhi
pembelahan dan elongasi sel. Akan tetapi gangguan ini sangat tergantung
dengan tinggi rendahnya konsentrasi Cd dan respon akar terhadap cekaman
tersebut.Ion Cd yang diserap sel akar dibawa oleh pengikat logam divalen atau
melalui kanal ion bahkan diikat oleh fitokelatin (Shen et al. 2012). Sebagai
bentuk pertahanan, ion Cd disimpan dalam vakuola oleh transporter pengikat-
41
ATP (Cobbet 2000). Penggunaan transporter bermuatan ATP menyebabkan
tumbuhan kekurangan energi aktif, sehingga dibutuhkan waktu yang lebih
lama untuk melakukan pembelahan sel. Alasan tersebut pula yang
menjelaskan mengapa cekaman Cd mempengaruhi pertambahan panjang dan
jumlah akar.
Pada parameter jumlah akar, Cd tidak menyebabkan terhambatnya
pertambahan jumlah akar. Hal ini dimungkinkan karena umumnya pemaparan
logam berat seperti Cd, Cu, Fe dan Zn mampu meningkatkan kadar etilen
dalam sel sebagai bentuk pertahanan (Manara 2012). Dengan demikian
munculnya akar baru tidak terganggu secara signifikan. Selain itu mekanisme
pertahanan tanaman tehadap Cd menjadi salah satu faktor tidak terhambatnya
mengapa pertambahan jumlah akar. Secara alami tembakau mampu
memproduksi peptida kelator logam seperti fitokelatin dan methalotheionin
(Krystofova et al. 2012) meskipun dengan jumlah yang terbatas. Peptida
tersebut digunakan oleh tanaman sebagai mekanisme pertahanan sehingga
tidak semua aktivitas fisiologis terganggu.
Uji toleransi yang terakhir yaitu cekaman Pb. Pada uji ini, baik
parameter panjang akar (Tabel 26) dan jumlah akar ( Tabel 28) menunjukkan
perbedaan yang signifikan antar perlakuan sehingga dapat disimpulkan bahwa
cekaman Pb menghambat pertumbuhan akar. Secara umum, Pb yang
dikategorikan sebagai logam berat tidak memiliki fungsi biologis bagi
tumbuhan. Dengan demikian tumbuhan tidak memiliki enzim, transporter atau
mekanisme tertentu untuk memanfaatkan Pb. Oleh karena itu Pb diserap
dengan
menggunakan
transporter
mineral
lain
sehingga
memblokir
penyerapan mineral penting yang pada akhirnya mempengaruhi pertumbuhan
akar. Penyerapan ion penting yang dibutuhkan tanaman seperti Ca2+
terhambat. Penghambatan ini berhubungan erat dengan perebutan transporter
antara Ca2+ dan Pb2+.Berkurangnya Ca2+ dalam akar menyebabkan
terganggunya metabolisme sel sehingga menghambat pembelahan sel akar dan
pemanjangan sel. Pada studi-studi sebelumnya Pb berperan dalam penurunan
pertumbuhan akar dan tunas yang disebabkan oleh penurunan pembelahan sel,
42
fotosintesis, dan sintesis protein (Sharma &Dubey 2005). Pada konsentrasi
yang tinggi, kehadiran Pb menyebabkan munculnya akar lateral terhambat
karena hilangnya dominansi apikal (Kopittke et al. 2007). Pernyataan ini
menjelaskan mengapa Pb menghambat pertambahan jumlah akar Nicotiana
tabacum L.
Uji BNT menunjukkan pertambahan panjang akar pada konsentrasi
0µM dan konsentrasi 5µM tidak berbeda nyata sedangkan konsentrasi lainnya
berbeda nyata pada taraf 5% dengan kontrol (Tabel 30). Hal ini dimungkinkan
karena rendahnya konsentrasi Pb dalam media.Konsentrasi yang rendah
menyebabkan penyerapan Pb yang tidak signifikan. Penyebab lain yaitu
tumbuhan mampu mempertahankan diri dari cekaman Pb. Mekanisme
pertahanan terhadap cekaman Pb ditunjukkan oleh Gelliche et al. (2012)
bahwa Medicago sativa mampu beradaptasi dengan memproduksi lapisan lilin
untuk menghindari hilangnya kadar air akibat cekaman Pb. Mekanisme
pertahanan lainnya seperti produksi enzim untuk meminimalisir efek toksik Pb
dikemukakan oleh Cheng (2003). Di sisi lain, perbedaan yang signifikan
ditunjukkan oleh akar pada konsentrasi terbesar yaitu 100 µM. Hasil serupa
dikemukakan oleh Al Khatib et al. (2011) yang menyatakan bahwa efek toksik
terhadap pertumbuhan akar terlihat secara makro pada konsentrasi >100 µM.
Efek toksik tersebut tidak hanya ditemukan pada daerah akar tetapi pada
daerah batang dan daun. Gejala yang ditemukan umumnya adalah klorosis.
Ketiga kontrol Cu, Cd, dan Pb pada media tanpa logam menunjukkan
hasil yang tidak seragam. Hal ini mungkin terjadi karena faktor endogen
seperti sintesis hormone masing-masing unit sampel yang berbeda. Perubahan
kondisi eksogen seperti suhu, cahaya
merupakan faktor yang mungkin
mempengaruhi respon sampel. Meskipun demikian, data menunjukkan
kecenderungan yang sama yakni kontrol mempunyai pertambahan panjang
dan jumlah akar yang paling besar.
Pada dasarnya akar sebagai bagian tumbuhan yang bertugas menyerap
mineral memiliki beberapa mekanisme pertahanan. Salah satu respon awal
tanaman dalam mempertahankan kondisi homeostatis pada saat cekaman
43
logam ialah deposit logam dalam jaringan akar. Pada tingkat morfologis, akar
memiliki lapisan luar akar dan tudung akar yang berfungsi mencegah
masuknya mineral atau ion yang tidak dibutuhkan ke dalam jaringan.
Sedangkan pada tingkat seluler, tumbuhan mempunyai beberapa mekanisme
perlindungan terhadap cekaman logam berat antara lain: 1) Aktivasi
antioksidan, baik secara enzimatik (katalase, peroksidase, superoksida
dismutase) dan non-enzimatik (tokoferol, karotenoid, polyfenol) (Cheng
2003); 2.) Meningkatkan produksi senyawa organik seperti malat dan sitrat
sebagai respon cekaman air oleh logam berat Buchanan et al 2000); 3.) Terjadi
perubahan fisio-kemikal pada dinding sel dan membran plasma (Manara
2012); 4. Berubahnya proses fisiologis seperti level fitohormon (Manara
2012); 5). Sintesis peptide pengikat logam dan beberapa protein seperti
gluthatione (GSH), fitokelatin dan protein identik metalothionein (Garg &
Singla2011). Hal ini menjelaskan bahwa pada dasarnya respon tumbuhan
tidaklah seragam sehingga beberapa aktivitas fisiologis terganggu, namun
tumbuhan masih mampu bertahan hidup. Meskipun demikian, aktif tidaknya
mekanisme pertahanan sangat bergantung pada spesies tumbuhan dan
banyaknya konsentrasi logam dalam media tanam (Cobbet 2000).
2. Akumulasi Cu, Cd dan Pb dalam semaian tembakau (Nicotiana tabacum L.)
dan anatomi akar
Mineral yang terdapat pada media baik yang esensial maupun non
esensial akan diserap tanaman dan ditranslokasi dari bagian akar (root)
menuju bagian tajuk (shoot). Mekanisme inilah yang kemudian menjadi awal
mula efek toksik cekaman logam. Beberapa penelitian sebelumnya telah
menemukan bahwa terdapat tiga tahapan mekanisme translokasi logam dalam
tumbuhan. Mekanisme pertama adalah translokasi secara apoplas melalui
ruang antar sel dan dinding sel luar membran plasma. Kedua yaitu translokasi
simplas yang melalui protoplas yang terhubung terus menerus antar
sitoplasma tanpa melibatkan organel sel (Redjala et al. 2009). Mekanisme
yang ketiga melibatkan transporter khusus dalam sel termasuk di dalamnya
44
mekanisme pompa ion dan berbagai tipe transporter yang berbeda. Selain
ketiga mekanisme tersebut, logam berat ditranslokasi melalui aliran transpirasi
via xilem (air, kompleks pengkelat dan logam berat) menuju bagian tajuk
(Krystofova et al. 2012).
Pada penelitian ini uji AAS pada semua cekaman logam menunjukkan
bahwa semakin besar konsentrasi logam maka semakin besar akumulasi logam
ditemukan dalam akar kecuali pada cekaman Cd dimana akumulasi Cd pada
konsentrasi 200 µM lebih besar dibanding dengan konsentrasi 300 µM. Hasil
AAS menunjukkan bahwa akumulasi Cu positif ditemukan pada konsentrasi
100 µM, 150 µM dan 200 µM (Tabel 16) dan semakin tinggi konsentrasi
logam semakin besar akumulasi Cu. Akumulasi terbesar ditemukan pada
konsentrasi 200 µM dan tidak ditemukan akumulasi Cu pada kontrol.
Cu merupakan merupakan mikronutrien yang dibutuhkan tumbuhan
memiliki transporter khusus sehingga mudah diserap oleh tanaman. Menurut
Buchanan et al. (2000) batas kandungan Cu yang dibutuhkan tanaman yaitu 6
µg/g berat kering tanaman. Pada penelitian ini ditemukan bahwa kandungan
Cu terbesar yang ditemukan yaitu 3.4 µg/g. Dengan demikian akumulasi Cu
berada di bawah ambang batas, hal ini berarti secara umum cekaman Cu pada
penelitian ini masih mampu ditolerir oleh tembakau. Penyerapan logam
dipengaruhi oleh faktor konsentrasi, hal ini sejalan dengan Szôllôsi et al.
(2011) yang mengemukakan hasil AAS pada Brassica juncea menunjukkan
bahwa semakin tinggi konsentrasi semakin besar akumulasi logam. Akan
tetapi pada konsentrasi 50 µM tidak ditemukan akumulasi Cu, secara ilmiah
seharusnya Cu ditemukan dalam akar karena Cu merupakan elemen yang
dibutuhkan tumbuhan. Hal ini dimungkinkan karena rendahnya kandungan
dalam akar sehingga tidak terdeteksi oleh AAS ataupun terjadi gangguan
penyerapan logam.
Pada pengamatan anatomis dan uji AAS, akumulasi Cd positif
ditemukan pada konsentrasi 100 µM, 200 µM dan 300 µM (Tabel 23). Cd
ditranspor secara simplas atau apoplas sehingga akumulasi dalam jaringan
akar cukup signifikan (Nazar et al. 2012). Uji AAS menunjukkan bahwa
45
akumulasi terbesar Cd justru ditemukan pada konsentrasi 200 µM, akan tetapi
baik konsentrasi 200 µM dan 300 µM menunjukkan gejala klorosis yang sama
(Gambar 9). Adanya perbedaan hasil AAS menunjukkan bahwa besarnya
konsentrasi bukanlah faktor mutlak penyerapan logam oleh akar. Perbedaan
akumulasi dimungkinkan oleh beberapa faktor antara lain; kelarutan ion dan
transportasi zat cair dalam sel. Kelarutan ion dipengaruhi oleh oleh beberapa
hal seperti pH, temperatur, cahaya dan interaksi antar ion (Taiz & Zeiger
2010). Selain kelarutan, pengangkutan ion merupakan faktor penting yang
menentukan translokasi dan pengangkutan ion. Selain itu konsentrasi ion,
potensi kimia, potensi elektrik dan tekanan hydrostatik merupakan faktor lain
pengangkutan ion (Taiz & Zeiger 2010). Dengan kata lain, perbedaan
akumulasi dimungkinkan karena berubahnya salah satu faktor tersebut pada
masa pemaparan. Cd larut dalam media pada pH < 7.Pada Kim et al. (2011)
pH larutan berkisar 5.8, penelitian tersebut pula yang menjadi dasar penentuan
pH pada penelitian ini. Akan tetapi semakin rendah pH pelarut penyerapan Cd
semakin meningkat. Faktor lingkungan seperti pH dan temperatur pada
percobaan ini telah diseragamkan, sehingga kemungkinan besar perbedaan
penyerapan dipengaruhi oleh faktor internal seperti transportasi dan interaksi
antar ion.
Pada penelitian ini, hasil AAS menunjukkan bahwa akumulasi Pb
hanya ditemukan pada konsentrasi terbesar yaitu 100 µM (Tabel 31). Hal ini
sejalan dengan hasil pengamatan warna daun dimana hanya pada konsentrasi
100 µM ditemukan gejala klorosis. Hasil AAS ini dimungkinkan karena
akumulasi yang sangat rendah di dalam akar sehingga tidak terdeteksi saat
analisis. Penyebab lain yaitu adanya respon pertahanan pada saat tanaman
dicekam oleh logam.
Secara umum tumbuhan memiliki beberapa mekanisme pertahankan
cekaman logam berat sebagai bentuk dari pertahanan tumbuhan antara lain
(Cobbet 2000): 1) pengkelatan logam berat yang dilakukan dengan produksi
peptida pengkelat logam seperti fitokelatin dan metalotheionin; 2)
immobilisasi, dan 3) kompartementalisasi ion logam dalam vakuola.
46
Mekanisme tersebut memungkinkan tanaman untuk mempertahankan diri dari
cekaman Pb.
Pb yang sudah terlarut pada media cair dengan media siap absorbsi di
serap dan di transport di jaringan pengangkut (xylem dan floem) secara
apoplast (Sharma & Dubey 2005). Akan tetapi, penyerapan ion dipengaruhi
oleh beberapa faktor yaitu kelarutan ion dan trasnportasi ion. Kelarutan ion
dipengaruhi oleh oleh beberapa hal seperti pH, temperatur, cahaya dan
interaksi antar ion (Taiz & Zeiger 2010). Selain kelarutan, pengangkutan ion
merupakan faktor penting yang menentukan translokasi dan pengangkutan ion.
Faktor lain seperti konsentrasi ion, potensi kimia, potensi elektrik dan tekanan
hydrostatik merupakan faktor penentu pengangkutan ion (Taiz & Zeiger
2010). Oleh karena itu penyerapan Pb tidak hanya dipengaruhi oleh besarnya
konsentrasi Pb.
Secara umum pada uji AAS jumlah logam yang terdeteksi jauh lebih
kecil dibandingkan dengan konsentrasi logam yang dilarutkan dalam media.
Hal ini merujuk kepada dua indikasi yaitu penyerapan ion tidak optmal dan
terjadinya proses detoksifikasi ion logam. Indikasi yang pertama yaitu optimal
tidaknya penyerapan
ion dipengaruhi dengan oleh banyak faktor seperti
kelarutan ion, transportasi zat cair dalam sel dan lain-lain. Indikasi yang kedua
yaitu adanya kemungkinan eksklusi ion logam melalui transpor aktif.
Mekanisme ini merupakan bentuk adaptasi tumbuhan terhadap cekaman
abiotik seperti cekaman salinitas (Taiz & Zeiger 2010). Ion-ion yang bersifat
toksik terhadap enzim sitosol disimpan dalam vakuola, sehingga kalsium
dalam sel berperan untuk meningkatkan selektivitas membrane terdapat ion
toksik. Hal inilah yang diasumsikan menjadi penyebab rendahnya akumulasi
logam dalam akar.
Pada pengamatan anatomi, deposit Cu ditemukan pada daerah silinder
pusat. Akumulasi yang ditemukan pada akar merupakan gejala utama
toksisitas Cu pada akar yaitu penimbunan Cu pada floem. Selain itu gejala
lignifikasi pada silinder pusat juga merupakan gejala keracunan utama Cu
pada konsentrasi yang lebih tinggi. Pada penelitian ini, akumulasi methylen
47
bluepada silinder pusat disasumsikan sebagai gejala lignifikasi (Gambar 5).
Polimerasi lignin dikatalisis oleh enzim peroksidase dan lakase yaitu
glikoprotein yang mengandung Cu. Pada kondisi cekaman Cu, kedua enzim
tersebut secara optimal mengkatalisis polimerasi lignin dalam jaringan
(Quiroga et al. 2000). Lignifikasi akibat cekaman Cu telah ditemukan pada
Nicotiana tabacum var Turkish oleh Lequex et al. (2010) dan juga ditemukan
oleh Arduini et al. (1995) pada tanaman pinus. Terlepas dari ada tidaknya
lignifikasi jaringan pengangkut, translokasi Cu melalui apoplas pada dinding
sel menyebabkan penimbunan Cu. Akumulasi utama ditemukan pada jaringan
pengangkut disebabkan oleh sifat xylem dan floem yang mampu menyerap ion
bebas atau kompleks ion-transporter.
Pada logam lain, deposit Cd nampak pada daerah silinder pusat.
Mineral anorganik berasosiasi dengan pergerakan mineral organik dan
ditransportasi oleh aliran transpirasi xylem atau oleh floem (Nazar et al.
2012). Pada preparat kontrol, silinder pusat nampak tidak terwarnai sehingga
disimpulkan tidak ditemukan deposit Cd pada jaringan akar. Beberapa
penelitian seperti Sriprang & Murooka (2007) menyebutkan bahwa ion Cd2+
dan komplek PC-Cd2+ ditranslokasi melalui xylem menuju batang dan daun.
Proses translokasi ini dilakukan secara simplastik maupun apoplastik. Dengan
demikian akumulasi Cd ditemukan pada jaringan pengangkut akar. Hasil
serupa juga ditemukan oleh Ratheesh et al. (2010) yang menyatakan bahwa
translokasi Cd ditemukan pada daerah stele dan jaringan pengangkut.
Pada hasil pengamatan juga ditemukan beberapa gejala cekaman Cd
seperti rusaknya jaringan pada akar. Rusaknya jaringan terlihat dari
banyaknya debris disekitar akar, selain itu sel terlihat jelas dan kosong
menunjukkan bahwa integritas sel telah rusak. Rusaknya
sel diakibatkan
cekaman Cd yang mengganggu metabolisme sel penyerapan hara essensial
(Kurtyka et al. 2008). Kehadiran Cd juga secara signifikan mampu
mengakibatkan terganggunya pembelahan sel dan aberasi kromosom,
termasuk mitosis-c, patahnya kromosom dan kerusakan lainnya (Zou et al.
2012). Kajian tersebut membuktikan bahwa integritas sel terganggu oleh Cd.
48
Dengan demikian secara anatomis cekaman Cd tidak mampu ditoleran oleh
akar tembakau.
Berbeda dengan hasil AAS, hasil pengamatan anatomi menunjukan
akumulasi Pb pada jaringan akar pada konsentrasi 20, 50 dan 100 µM. Hasil
ini disimpulkan dari analisis kontras warna, jaringan pengangkut dan silinder
pusat akar pada konsentrasi 100 µM berwarna kontras dengan sel pada daerah
lain. Sedangkan akar pada konsentrasi lainnya tidak menunjukkan adanya
kontras pewarna.Pb di translokasi pada tanaman oleh beberapa mekanism
seperti simplas dan apoplas, maupun translokasi ion bebas. Analisis deposit Pb
pada jaringan tumbuhan telah dilakukan pada beberapa studi sebelumnya dan
membuktikan bahwa Pb ditemukan pada berbagai bagian seperti dinding sel,
vakuola, retikulum dan organel lainnya (Kopittke et al. 2007; Ghelich et al.
2013). Deposit Pb pada jaringan pengangkut akar juga ditemukan oleh
Ghelich et al. (2013) yang mengemukakan bahwa terjadi pembengkakan sel
pada akar. Belum dapat dipastikan apakah dalam penelitian ini terjadi
pembengkakan. Untuk mendapatkan gambaran yang lebih jelas pada
penelitian terkait selanjutnya disarankan untuk menggunakan mikroskop
elektron.
3. Pengaruh cekaman Cu, Cd dan Pb terhadap warna daun tembakau dan
morfologi akar
Pada cekaman Cu, tidak ditemukan perbedaan warna daun yang
signifikan antar perlakuan (Gambar 4). Tidak adanya perbedaan warna daun
dimungkinkan karena beberapa faktor antara lain; Cu berperan sebagai nutrien
mikro karena Cu dibutuhkan sebagai komponen seperti plastosianin yang
digunakan untuk beberapa aktivitas enzimatik dalam tumbuhan. Oleh karena
itu Cu mempunyai transporter yang spesifik sehingga tidak perlu berkompetisi
dengan mineral pembentuk klorofil. Selain itu, daya translokasi Cu dari akar
ke batang relatif rendah (Manara 2012), sehingga efek cekaman Cu tidak
sampai pada bagian batang dan daun. Hal ini sejalan dengan Goryet al. (1998)
yang menggunakan Nicotiana tabacum sp sebagai sampel. Di dalam Taiz &
49
Zeiger (2010) dijelaskan bahwa Cu merupakan komponen plastosianin yang
berperan dalam transpor elektron selama terjadinya reaksi terang. Dengan
demikian cekaman Cu tidak menyebabkan klorosis, akan tetapi pada
konsentrasi yang besar dan waktu pemaparan yang lama Cu mampu
menyebabkan klorosis (Marshner 2012). Pada penelitian Lu et al. (2012)
disebutkan sampel tanaman yang dipapar oleh polusi udara menyebutkan
bahwa Cu tidak diakumulasi di akar tetapi diakumulasi pada bagian tajuk. Hal
ini bisa jadi disebabkan karena periode pemaparan yang lama dan terus
menerus meskipun pada penelitian ini efek toksik Cu tidak terlihat secara
makro pada daun, tetapi Cu dapat diakumulasi oleh daun.
Sedangkan pada cekaman Cd, gejala klorosis nampak pada semua
perlakuan Cd dan tidak ditemukan pada kontrol, akan tetapi gejala yang paling
parah terdapat pada konsentrasi 200 µM dan 300 µM (Gambar 7). Klorosis
terjadi karena beberapa faktor antara lain: terganggunya proses sintesis
klorofil dan berkurangnya salah satu mineral pembentuk klorofil seperti Fe,
Mg dan N yang disebabkan oleh munculnya mineral lain (Wann 1930).
Menurut Manara (2012) kehadiran Cd meningkatkan kadar etilen dalam
tanaman yang kemudian memicu sintesis auksin. Banyaknya kadar auksin
memicu sintesis enzim klorofilase yang mampu mendegradasi klorofil.
Dengan demikian kehadiran Cd menghambat proses sintesis klorofil, selain itu
intervensi Cd menyebabkan berkurangnya mineral yang digunakan untuk
sintesis klorofil. Karena Cd tidak memiliki fungsi biologis, maka Cd tidak
memiliki transporter yang spesifik. Di lain pihak beberapa transporter mineral
penting Fe2+ dan Zn2+ seperti IRT1 memiliki sensitivitas yang rendah sehingga
dapat pula mengikat mineral lain seperti Cd2+ dan Mn2+ (Manara 2012). Tipe
transporter yang lain seperti ZIP mampu mentranslokasi Mn, Zn, Fe, dan Cd
(Nazar et al. 2012) dengan demikian terjadilah kompetisi antar ion untuk
berikatan dengan transporter. Pada konsentrasi yang tinggi, Cd2+memiliki
kesempatan berikatan dengan transporter lebih besar daripada Fe2+ sehingga
kadarnya menurun.Berkurangnya Fe2+ secara langsung menyebabkan produksi
klorofil terhambat sehingga menyebabkan klorosis.
50
Pada cekaman Pb, gejala klorosis hanya ditunjukan oleh sampel pada
konsentrasi 100 µM (Gambar 10), hal ini sejalan dengan hasil AAS dimana
hanya pada konsentrasi 100 µM ditemukan akumulasi Pb. Logam Pb diserap
langsung secara apoplas oleh jaringan tumbuhan. Akan tetapi Pb mempunyai
daya translokasi akar ke batang dan daun yang rendah sehingga akumulasi Pb
berkurang pada tiap bagian tumbuhan dimulai dari akar, daun tua, batang dan
daun muda (Piano et al. 2008). Meskipun demikian tinggi rendahnya
konsentrasi Pb mempengaruhi metabolisme pada batang dan daun.
Mekanisme terjadinya klorosis oleh Pb secara umum disebabkan oleh
kompetisi antara Pb dan mineral yang dibutuhkan untuk produksi klorofil
seperti Fe, Mg, dan N sehingga menyebabkan klorosis (Wann 1930). Akan
tetapi secara spesifik kehadiran Pb menurut Sharma & Dubey (2005)
menghambat
produksi
klorofil
secara
langsung
dalam
kloroplas.
Penghambatan dimulai dengan berubahnya komposisi lipid di membran
tilakoid
yang
kemudian
menyebabkan
penurunan
produksi
klorofil,
plastoquinon, karotenoid dan aktivitas NADP+ oksidoreduktase. Penurunan ini
pada akhirnya mengurangi
transport elektron dalam kloroplas dan
menyebabkan terganggunya siklus Calvin. Dengan demikian intervensi Pb
dalam metabolisme tersebut dapat menghambat produksi klorofil. Meskipun
demikian, terlihat tidaknya gejala klorosis terkait erat dengan tinggi rendahnya
konsentrasi, semakin tinggi konsentrasi maka semakin besar kemungkinan
terjadinya klorosis.
Parameter morfologi akar pada semua perlakuan logam baik Cu, Cd
dan Pb menunjukan bahwa semakin tinggi konsentrasi semakin lunak habitus
akar. Tekstur akar menjadi lunak disebabkan oleh matinya sel-sel akar ataupun
rambut akar. Hal ini disebabkan rusaknya dinding sel akar yang dicekam oleh
logam. Pada cekaman Cu, mekanisme melonggarnya dinding sel dijelaskan
dalam Fry et al. (2004). Logam Cu2+ yang bereaksi dengan polimer dinding sel
mendapat donor elektron dari askorbat dan superoksida sehingga berubah
muatan menjadi Cu+ yang kemudian mengalami reaksi fenton yang
menghasilkan radikal hidroksil. Dengan hadirnya radikal hidroksil proses
51
enzimatik terganggu sehingga ikatan dinding sel mengendur. Rusaknya
dinding sel menyebabkan inflitrasi Cu melalui plasmalema pada sel meningkat
dan
menyebabkan
gangguan
metabolisme
sel
yang
pada
akhirnya
menimbulkan kematian. Kerusakan dinding sel dan kematian sel ditemukan
pada cekaman Cd dan Pb yang mempengaruhi tekstur akar (Zou et al. 2012;
Kumar & Tripathi 2008; Kopittke et al. 2007).
BAB V
SIMPULAN DAN SARAN
A. Simpulan
Berdasarkan hasil dari uraian pembahasan, dapat ditarik kesimpulan
sebagai berikut:
1. Konsentrasi logam Cu, Cd dan Pb dalam media cair setengah MS
berpengaruh signifikan terhadap pertambahan panjang akar, namun pada
parameter pertambahan jumlah akar logam Cu dan Cd tidak berpengaruh
signifikan. Konsentrasi Cu yang paling optimal dalam menghambat
pertumbuhan akar adalah 200 µM, sedangkan konsentrasi Cd yang paling
menghambat pertumbuhan akar yaitu 300 µM dan pada cekaman Pb
konsentrasi yang secara maksimal menghambat konsentrasi 100 µM.
2. Terdapat perbedaan tingkat parameter kerusakan anatomi akar, akumulasi
logam dan warna daun pada setiap konsentrasi dan jenis logam dalam media.
Ketiga parameter tersebut tidak tergantung satu sama lain, yang berarti
meskipun dicekam oleh logam dan konsentrasi yang sama tiap parameter
dapat menunjukan hasil yang berbeda. Pada cekaman logam Cu besarnya
akumulasi logam dalam akar ekuivalen dengan besarnya konsentrasi Cu
dalam media. Pada cekaman logam Cd akumulasi logam dalam akar tidak
ekuivalen dengan besarnya konsentrasi Cd dalam media. Pada cekaman
logam Pb besarnya akumulasi logam dalam akar ekuivalen dengan besarnya
konsentrasi
3. Berdasarkan analisis kuantitatif, tembakau mampu mentoleransi cekaman
logam Cu pada level ≤ 100 µM, Cd pada konsentrasi < 50 µM dan Pb pada
konsentrasi ≤ 5 µM. Berdasarkan analisis kualitatif tembakau mampu
mentoleransi cekaman pada konsentrasi logam Cu pada level ≤ 50 µM, Cd
pada konsentrasi < 50 µM dan Pb pada konsentrasi ≤ 20 µM.
52
53
B. Saran
Berdasarkan hasil penelitian yang diperoleh dapat dirumuskan saran sebagai
berikut:
1. Untuk penelitian sejenis perlu dilakukan analisis AAS baik pada bagian akar
(root) maupun bagian batang daun (shoot) untuk mengetahui secara detail
pola translokasi logam.
2. Pada penelitian serupa sebaiknya dilakukan uji lanjut yaitu re-growth analysis
untuk mengetahui responsif tidaknya tembakau terhadap pemulihan
pertumbuhan akar pada media nutritif non logam.
3. Perlu dilakukan penelitian lanjut guna mengetahui respon tembakau
(Nicotiana tabacum L.) secara molekuler dan mikroanatomis terhadap
cekaman logam berat Cu, Cd dan Pb
DAFTAR PUSTAKA
Anaspec Inc. 2008. Phytochelatin Peptide. Fremont: Anaspec Inc
[Anonim]. 2013. Fact Sheet-Nicotiana tabacum L. Di dalam www. flora. sa. gov.
au/efsa/lucid/Solanaceae/Nicotiana%20species/key/Australian%20Nicotia
na%0sspecies/Media/Html/Nicotiana_tabacum.htm [7 Maret 2013]
[Anonim].2013. List of hyperaccumulator plants. Di dalam http ://en. wikipedia.
org/w/index. php?oldid=402229528 [ 9 September 2013]
[Anonim]. 2013. Source, level and movememnts of lead in the environment. Di
dalam http://www4.hmc.edu:8001/Chemistry/Pb/resources/pb%20sources.pdf [7
juni 2013]
[Anonim]. 2013. Tembakau. Di dalam http :// dishutbunnak. Majalengkakab
.go.id/index.php?option=com_content&view=article&id=23:tembakau&ca
tid=13:potensi-perkebunan&Itemid=13 [7 november 2013]
Alaoui-Sossé B, Genet P, Vinit-Dunand F, Toussaint ML, Epron D, Badot PM.
2004. Effect of copper on growth in cucumber plants (Cucumis sativus)
and its relationships with carbohydrate accumulation and changes in ion
contents. Plant Sci 166 :1213–1218.
Alkhatib R, Creamer R, Lartey RT, Ghoshroy S. 2011. Effect of lead (Pb) on the
systemic movement of RNA viruses in tobacco (Nicotiana tabacum var.
Turkish). Plant Cell Rep 30:1427–1434 (a).
Alkhatib R, Maruthavanan J, Ghoshroy S, Steiner R, Sterling T, Creamer. 2011.
Physiological and ultrastructural effects of lead on tobacco. Biol
Plantarum 56 : 711-716 (b).
Anggraito YU, Suharsono, Pardal SJ, Sopandie D. 2012. Transformasi genetik
Nicotiana benthamiana L dan kedelai dengan gen MaMt2 penyandi
metallothionein Tipe II dari Melastoma malabathricum L. Forum
Pascasarjana 35:179-188.
Arduini I, Godbold DL, Onnis A. 1995. Influence of copper on root growth and
morphology of Pinus pinea L. and Pinus pinaster Ait. Seedlings. Tree
Physiol 15: 411-415.
Ayodele JT, Kiyawa SA. 2010. Haemanthus and Mitracarpus scaber as
bioaccumulators of heavy metals. J Int Env App & Sci, 5: 878-882.
55
Baranowska-Morek A, Wierzbicka M. 2004. Localization of lead in root tip of
Dianthus carthusianorum. Acta Biol Cracoviensia Ser Botanica 46: 45-56.
Blaylock MJ, Salt D, Dushenkov S, Zakharova O, Gussman C, Kapulnik Y,
Ensley B, Raskin A. 1997. Enhanced accumulation of Pb in indian
mustard by soil-applied chelating agents. Environ Sc Technol 31: 860-865.
Buchanan BB, Gruissem W, Jones RL. 2000. Biochemistry & Molecular Biology
of Plants. Maryland: American Society of Plant Physiologists
Butare L, Rao I, Lepoivre P, Polania J, Cajiao C, Cuasquer J, Beebe S. 2011. New
genetic sources of resistance in the genus Phaseolus to individual and
combined aluminium toxicity and progressive soil drying stresses.
Euphytica 181:385-404.
Cheng S. 2003. Effects of heavy metals on plants and resistance mechanisms.
Environ Sci & Pollut Res 10: 256 - 264
Cobbet CS. 2000. Phytochelatins and their roles in heavy metal detoxification.
Plant Physiol, 123: 825–832.
Fry SC, Miller JC, Dumville JC. 2002. A proposed role for copper ions in cell
wall loosening. Plant Soil 247: 57–67.
Ganapathi TR, Suprasanna P, Rao PS, Bapat VA. 2004. Tobacco (Nicotiana
tabacum L)- A model system for tissue culture interventions and genetic
engineering. Ind J Biotech 3: 171-184.
Garg N, Singla P. 2011. Arsenic toxicity in crop plants: physiological effects and
tolerance mechanisms. Environ Chem Lett 9: 303–321.
Ghelich S 1, Zarinkamar, Fatemeh. 2013. Histological and ultrastructure changes
in Medicago sativa in response to lead stress. Phyto J 2: 20-29
Gonçalves JF, Antes FG, Maldaner J, Pereira LB, Tabaldi LA, Rauber R,
Rossato LV, Bisognin DA, Dressler VL, de Moraes Flores EM, Nicoloso
FT. 2009. Cadmium and mineral nutrient accumulation in potato plantlets
grown under cadmium stress in two different experimental culture
conditions
[Abstrak].
Di
akses
berkala
pada
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0981942809001053
Gori P, Schiff S, Santandrea G, Bennici A. 1998. Response of in vitro cultures of
Nicotiana tabacum L. to copper stress and selection of plants from Cutolerant callus. Plant Cell Tiss Organ Cult 53: 161–169.
56
Grispen VMJ, Hakvoort HWJ, Bliek T, Verkleij JAC, Schat H. 2009. Combined
expression of the Arabidopsis metallothionein MT2b and the heavy metal
transporting ATPase (HMA4) enhances cadmium tolerance and the root to
shoot translocation of cadmium and zinc in tobacco. Di dalam: Bouter
LM, editor. Exploring Cadmium Phytoextraction with Brassica napus and
Nicotiana tabacum: Breeding and Selection versus Genetic Engineering.
Universiteit Amsterdam. Hlm 78-96.
Hede AR, Skovmand B, Lopez-Cesatia J. 2001. Acid soils and aluminum toxicity.
App Physiol Wheat Breeding Chapter 15: 172-182.
Herman DZ. 2006. Tinjauan terhadap tailing mengandung unsur pencemar arsen
(As), merkuri (Hg), timbal (Pb), dan kadmium (Cd) dari sisa pengolahan
bijih logam. J Geologi Indo 1: 31-36.
Hidayati N. 2005. Fitoremediasi dan potensi tumbuhan hiperakumulator [ulasan].
Hayati 12: 35-40.
Hock B, Wolf NM. 2005. Characteristic of plant life: hazard from pollutant. Di
dalam: Hock B, Elstner EF, editor. Plant Toxicology (fourth edition). New
York: Marcel Dekker.
Järup L. 2003. Hazards of heavy metal contamination. Brit Med Bull 68: 167-182.
Jiang W, Liu D, Liu X. 2001. Effects of copper on root growth, cell division and
nucleolus of Zea mays. Biol Plant 44:105-109.
John DA, Leventhal JS. 1995. Bioavailability of metals. Di dalam
http://pubs.usgs.gov/of/1995/ofr-95-0831/CHAP2.pdf diakses pada 17
September 2013
Joshi A, Kothari SL. High copper levels in the medium improves shoot bud
differentiation and elongation from the cultured cotyledons Capsicum
annuum L. Plant Cell Tiss Organ Cult 88:127–133.
Kelkar TS, Bhalerao SA.2013. Beneficiary effect of arbuscular mycorrhiza to
Trigonella Foenum-Graceum in contaminated soil by heavy metal. Res J
Recent Sci 2:29-32.
Kim YN, Kim JS, Seo SG, Lee Y, Baek SW, Kim IS, Yoon HS, Kim KR, Kim
SH, Kim KH. 2011. Cadmium resistance in tobacco plants expressing the
MuSI gene. Plant Biotechnol Rep 5:323–329.
Kopittke P, Asher CJ, Kopittke RA, Menzies NW. 2007. Toxic effects of Pb2+
on growth of cowpea (Vigna unguiculata). Envir Poll 150: 280-287.
57
Krystofova O, Zitka O, Krizkova S, Hynek D, Shestivska V, Adam V, Hubalek V,
Mackova M, Macek T, Zehnalek J. 2012. Accumulation of cadmium by
transgenic tobacco tlants (Nicotiana tabacum L.) carrying yeast
metallothionein gene revealed by electrochemistry. Int. J. Electrochem.
Sci. 7: 886-907
Kumar G, Tripathi R. 2008. Lead-induced cytotoxicity and mutagenicity in grass
pea. Turk J Biol 32: 73-78.
Kurtyka R, Małkowski E, Kita A, Karcz W. 2008. Effect of calcium and cadmium
on growth and accumulation of cadmium, calcium, potassium and sodium
in maize seedlings. Polish of Environ Study 17:51-56.
Lequeux H, Hermans C, Lutts S, Verbruggen N. 2010. Response to copper excess
in Arabidopsis thaliana: Impact on the root system architecture, hormone
distribution, lignin accumulation and mineral profile. Plant Physiol
Biochem 48: 673-682.
Levine M. 2013. Effect of pH on Heavy Metal Concentration [artikel]. Dalam
http://www.nist.gov/data/PDFfiles/jpcrd444.pdf
diakses
pada
26
September 2013
Li L, Cheng H, Peng J, Cheng S. 2010. Construction of a plant expression vector
of chalcone synthase gene of Ginkgo biloba L. and its genetic
transformation into tobacco. Chin Agric 4:456-462.
Liu X P, Peng K J, Wang A G, Lian C L, Shen Z G. 2010. Cadmium
accumulation and distribution in populations of Phytolacca americana L.
and the role of transpiration. Chemosphere, 78: 1136–1141.
Lu Z, Zhi Y, Wang Z, Hua Y, Hong G, Camada E, Yao Y. Absorption and
accumulation of heavy metal pollutants in roadside soil-plant systems –a
caase study for western inner Mongolia. Di dalam: Luo Y. Novel
Approaches and Their Applications in Risk Assessment. Shanghai: Intech
China.
Longchamp M, Angeli N, Castrec-Rouelle M. 2013. Selenium uptake in Zea mays
supplied with selenate or selenite under hydroponic conditions. Plant Soil
362:107-117.
Luo Y, Wei Q, Huang M, Xu Y, Chen F. 2006. Isolation of a genomic DNA for
Jatropha curcas ribosome inactivating protein and its tobacco
transformation. J Shanghai Univ 10(5): 461-464.
Maheshwari P, Kovalchuk I. 2011. Combination of ammonium nitrate, cerium
chloride and potassium chloride salts improves Agrobacterium
58
tumefaciens-mediated transformation of Nicotiana tabacum. Plant Biotech
Rep [terhubung berkala]. http://springerlink.com diakses pada 25 April 2013
Mahmood T, Islam KR, Muhammad S. 2007. Toxic effects of heavy metal on
early growth and tolerance of cereal crops. Pak J Bot 39: 451-462
Manara A. 2012. Plants responses in heavy metal toxicity. Di dalam: Furini A,
editor. Plants and heavy metals. SpringerBriefs in Biometals: 27-53
Manggara PP, Denni W, Sabtanto JS, Asep A. 2007. Penyelidikan potensi bahan
pada tailing PT. Freeport Indonesia di Kabupaten Mimika. Prosiding
Pemaparan Hasil Kegiatan Lapangan dan Non Lapangan Tahun 2007.
Pusat Sumber Daya Geologi. hlm 1-9.
Marschner H. 2012. Mineral Nutrition of Higher Plants (Third edition). Academic
Press: London
Mikkelsen MD, Pedas P, Schiller M, Vincze E, Mills RF, Borg S, Møller A,
Schjoerring JK, Williams LE, Baekgaard L, Holm PB, Palmgren MG.
2012. Barley HvHMA1 is a heavy metal pump involved in mobilizing
organellar Zn and Cu and plays a role in metal loading into grains. Plos
one 7: 1-13.
Murjanto D. 2011. Karakterisasi dan perkembangan tanah pada lahan reklamasi
bekas tambang batu bara PT Kaltim Prima Coal [tesis] Bogor: Program
Pascasarjana, Institut Pertanian Bogor.
Narusaka Y, Narusaka M, Yamasaki S, Iwabuchi M. 2012. Methods to transfer
foreign genes to plants. Di dalam Çiftçi YO, editor. Transgenic Plants Advances and Limitations. Shanghai: Intech. hlm 173-188.
Nazar R, Iqbal N, Masood A, Khan MIR, Syeed S, Khan NA. 2012. Cadmium
toxicity in plants and role of mineral nutrients in its alleviation. American
J Plant Sciences 3: 1476-1489.
[NRSC] Natural Resources Conservation Service. 2000. Heavy Metal Soil
Contamination. Urban Technical Note 3: 1-7
O’Neill P. 1994. Environmental Chemistry. Plymouth: Chapman & Hall.
Perry CT, Divan AM Jr, Rodriguez MTR, Atz VL. 2010. Psidium guajava as a
bioaccumulator of nickel around an oil refinery, southern Brazil. Ecotoxic
Environ Safety 73 : 647–654.
Petrescu I, Petolescu C, Coradini C, Lazar A, Banu C, Velicevici G. 2011.
Studies concerning the lead effect in vitro and in vivo on the plants
59
development of Lycopersicum esculentum L. J Hortic Forest Biotech
15:147-150.
Piano LD, Abet M, Sorrentino C, Barbato L, Sicignano M, Cozzolino E,
Cuciniello A. 2008. Uptake and distribution of lead in tobacco (Nicotiana
tabacum L.). J Applied Bot Food Qual 82:21-25.
Pomponi M, Censi V, Girolamo VD, De Paolis A, Di Toppi LS, Aromolo R,
Costantino P, Cardarelli M. 2006. Overexpression of Arabidopsis
phytochelatin synthase in tobacco plants enhances Cd2+ tolerance and
accumulation but not translocation to the shoot. Planta 223: 180–190.
Poschenrieder C, Gunse B, Barcelo J. 1989. Influence of cadmium on water
relations, stomatal resistance, and abscisic acid content in expanding bean
leaves. Plant Physiol 90: 1365-1371.
Quiroga M, Guerrero C, Botella MA, Barcelo´ A, Amaya I, Medina M, Alonso
FJ, Forchetti SM, Tigier H, Valpuesta V. 2000. A Tomato Peroxidase
Involved in the synthesis of lignin and suberin. Plant Physiol 122: 1119–
1127.
Ratheesh CP, Abdussalam A, Nabeesa S, Puthur JT. 2010. Distribution of bioaccumulated Cd and Cr in two Vigna species and the associated
histological variations. J Stress Physiol Biochem 6: 4-12.
Reddy KJ, Wang L, Gloss SP. 1995. Solubility and mobility of copper and zinc
and lead in acidic environment. Plant Soil 171: 53-58.
Redjala T, Sterckeman T, Morel JL. 2009. Influence of plant cadmium content on
root cadmium uptake [prosiding]. Dipresentasikan pada “Proceedings of
the International Plant” Nutrition Colloquium XVI University of
California
Reichman SM. 2002. The response of plants to metal toxicity: a review focusing
on copper, manganese and zinc. Melbourne: Australian Minerals & Energy
Environment Foundation.
Schutzendubel A, Schwanz P, Teichmann T, Gross K, Langenfeld-Heyser R,
Godbold DL, Polle A. 2001. Cadmium-induced changes in antioxidative
systems, hydrogen peroxide content, and dfferentiation in scots pine roots.
Plant Physiol 127: 887–898.
Szôllôsi R, Kálmán E, Medvegy1 A, Petô1 A, Varga SI. 2011. Studies on
oxidative stress caused by Cu and Zn excess in germinating seeds of
Indian mustard (Brassica juncea L.) Acta Biol Szeg 55:175-178.
60
Sembiring S. 2008. Sifat kimia dan fisik tanah pada areal bekas tambang bauksit
di pulau Bintan, Riau. Info Hutan 5: 123-134.
Sabtanto JS, Suhandi. 2005. Pendataan sebaran unsur merkuri pada wilayah
pertambangan gunung pani dan sekitarnya Kabupaten Pohuwato, Provinsi
Gorontalo. Hasil Kegiatan Subdit Konservasi TA.
Sandrint TR, Maier RM. 2012. Effect of pH on cadmium toxicity, speciation, and
accumulation during naphthalene biodegradation [abstrak]. Di dalam
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12371483 di akses pada 26
September 2013.
Shakoor MB, Ali S, Farid M, Farooq MA, Tauqeer HM, Iftikhar U, Hannan F,
Bharwana
SA. 2013. Heavy metal pollution, a global problem and its
remediation by chemically enhanced phytoremediation: A Review. J Bio & Env
Sci 3:12-20.
Shaleh H. 2013. Alih fungsi lahan makin mengkhawatirkan [terhubung berkala] di
dalam_www.suaramerdeka.com/v1/index.php/read/news/2013/06/13/1606
92/Alih-Fungsi-Lahan-Makin-Mengkhawatirkan diakses pada [13 Juli
2013].
Sharma P, Dubey RS. 2005. Lead toxicity in plants. Braz J Plat Physiol 17:35-52.
Shen GM, Du QZ, Wang JX. 2012. Involvement of plasma membrane Ca2+/H+
antiporter in Cd2+ tolerance. Rice Sci 19: 161−165
Shukla D, Kesari R, Mishra S, Dwivedi S, Tripathi RD, Nath P, Trivedi PK.
2012. Expression of phytochelatin synthase from aquatic macrophyte
Ceratophyllum demersum L. enhances cadmium and arsenic accumulation
in tobacco. Plant Cell Rep 31:1687–1699.
Singh S, Korripally P, Vancheeswaran R, Eapen S. 2011. Transgenic Nicotiana
tabacum plants expressing a fungal copper transporter gene show
enhanced acquisition of copper. Plant Cell Rep 30:1929–1938.
Sriprang R, Murooka Y. 2007. Accumulation and detoxification of metals by
plants and microbes. Di dalam: Singh SN, Tripathi RD. Environmental
Bioremediation Technologies. Springer: 1-28
Sudjana. 2005. Metoda Statistika. Bandung: Tarsito.
Sunarminto BH. 2011. Genesis, karakteristik tanah dan kualitas lahan: peranannya
dalam menumbuhkan tanaman [pidato pengukuhan guru besar].
Yogyakarta: Universitas Gadjah Mada.
61
Suzuki N. 2005. Alleviation by calcium of cadmium-induced root growth
inhibition in Arabidopsis seedlings. Plant Biotech 22: 19–25.
Tistama R, Widyastuti U, Sopandie D, Yokota A, Akashi K, Suharsono. 2012.
Physiological and biochemical responses to aluminium stress in the root of
a biodiesel plant Jatropha curcas L. Hayati 19:37-38.
[UNEP] United Nations Environment Program. 2008. Draft final review of
scientific information on cadmium. Chemical Branch Ver Nov 2008:1-184.
Wann FB. 1930. Chlorosis Yellowing of Plants: Cause and Control. Utah: UAES
Circulars
Yau PY, Loh CF, Azmil IAR. 1991. Copper toxicity of clove Syzygium
aromaticum (L.) Merr. and Perry seedlings. MARDI Res J 19: 49-53.
Yoshihara T, Hodoshima H, Miyano Y, Shoji K, Shimada H, Goto F. 2006.
Cadmium inducible Fe deficiency responses observed from macro and
molecular views in tobacco plants. Plant Cell Rep 25: 365–373
Yusnita. 2003. Kultur Jaringan: Cara Memperbanyak Tanaman secara Efisien.
Jakarta: Agromedia Pustaka.
Zhang J, Zhang X, Duan Y, Han Y. 2013. Construction of a phosphate transporter
gene expression vector and its usage for tobacco transformation. Russ J
Plant Physiol 60:290-294.
Zou J, Yue J, Jiang W, Liu D. 2012. Effects of cadmium stress on root tip cells
and some physiological indexes in Allium cepa var Agrogarium L. Acta
Biol Crac 54:129-141.
Zulkarnain. 2009. Kultur Jaringan Tanaman. Jakarta: Bumi Aksara.
62
LAMPIRAN I
PengambilandanAnalisis Data
A. RekapPengambilan Data
Konsentrasi
(µM)
Logam
Cu
Cd
Pb
0
50
100
150
200
0
50
100
200
300
0
5
20
50
100
Konsentrasi
(µM)
Logam
Cu
Cd
Pb
0
50
100
150
200
0
50
100
200
300
0
5
20
50
100
Pertambahanpanjangakar
(ulangan)
1
2
3
4
5
6
7
10
4
20
8
5
7
9
6
6
5
7
5
6
0
0
2
5
7
3
0
1
4
4
17
7
6
9
6
5
3
4
4
6
5
4
3
4
4
4
4
4
2
3
0
2
9
6
1
10
11
15
8
14
8
17
9
9
8
16
3
0
3
2
1
6
4
2
4
3
5
2
2
3
Jumlah
Rata-rata
(mm)
47
35
29
14
12
45
22
20
17
18
58
51
24
17
15
9.4
7
5.8
2.8
2.4
9
4.4
4
3.4
3.6
11.6
10.2
4.8
3.4
3
Pertambahanjumlahakar
(ulangan)
1
2
3
4
1
3
9
8
3
4
5
4
8
0
4
6
1
4
6
0
2
1
2
3
16
7
5
9
5
5
3
6
7
12
4
8
7
13
10
8
8
2
3
8
8
7
10
7
7
3
5
3
5
2
3
1
3
1
6
4
1
2
3
1
Jumlah
Rata-rata
25
23
22
18
10
42
23
39
41
29
37
24
15
18
10
5
4.6
4.4
3.6
2
8.4
4.6
7.8
8.2
5.8
7.4
4.8
3
3.6
2
62
5
4
7
4
7
2
5
4
8
3
8
5
6
4
4
3
63
B. Hasilanalisisanavasatujalandanuji BNT
1. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekaman
pertambahanpanjangakar
Cu
parameter
PanjangAkar
Sum of
Squares
Df
Mean Square
Between Groups
172.240
4
43.060
Within Groups
224.000
20
11.200
Total
396.240
24
F
Sig.
3.845
.018
Multiple Comparisons
PanjangAkarLSD
(I)
(J)
Konsentr Konsentr
Mean
asiCu
asiCu
Difference (I-J) Std. Error
0 µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
50 µM
2.400
2.117
.270
-2.02
6.82
100 µM
3.600
2.117
.104
-.82
8.02
150 µM
6.600
*
2.117
.005
2.18
11.02
200 µM
7.000
*
2.117
.004
2.58
11.42
0 µM
100 µM
-2.400
1.200
2.117
2.117
.270
.577
-6.82
-3.22
2.02
5.62
150 µM
4.200
2.117
.061
-.22
8.62
200 µM
100 µM 0 µM
*
4.600
-3.600
2.117
2.117
.042
.104
.18
-8.02
9.02
.82
50 µM
-1.200
2.117
.577
-5.62
3.22
150 µM
3.000
2.117
.172
-1.42
7.42
200 µM
3.400
2.117
.124
-1.02
7.82
*
2.117
.005
-11.02
-2.18
50 µM
-4.200
2.117
.061
-8.62
.22
100 µM
-3.000
2.117
.172
-7.42
1.42
200 µM
200 µM 0 µM
.400
-7.000*
2.117
2.117
.852
.004
-4.02
-11.42
4.82
-2.58
50 µM
-4.600*
2.117
.042
-9.02
-.18
100 µM
-3.400
2.117
.124
-7.82
1.02
150 µM
-.400
2.117
.852
-4.82
4.02
50 µM
150 µM 0 µM
-6.600
64
Multiple Comparisons
PanjangAkarLSD
(I)
(J)
Konsentr Konsentr
Mean
asiCu
asiCu
Difference (I-J) Std. Error
0 µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
50 µM
2.400
2.117
.270
-2.02
6.82
100 µM
3.600
2.117
.104
-.82
8.02
150 µM
6.600
*
2.117
.005
2.18
11.02
200 µM
7.000
*
2.117
.004
2.58
11.42
0 µM
-2.400
2.117
.270
-6.82
2.02
100 µM
1.200
2.117
.577
-3.22
5.62
150 µM
4.200
2.117
.061
-.22
8.62
200 µM
*
2.117
.042
.18
9.02
-3.600
2.117
.104
-8.02
.82
50 µM
150 µM
-1.200
3.000
2.117
2.117
.577
.172
-5.62
-1.42
3.22
7.42
200 µM
3.400
2.117
.124
-1.02
7.82
*
2.117
.005
-11.02
-2.18
50 µM
100 µM
-4.200
-3.000
2.117
2.117
.061
.172
-8.62
-7.42
.22
1.42
200 µM
.400
2.117
.852
-4.02
4.82
-7.000
*
2.117
.004
-11.42
-2.58
-4.600
*
2.117
.042
-9.02
-.18
-3.400
2.117
.124
-7.82
1.02
150 µM
-.400
2.117
.852
*. The mean difference is significant at the 0.05 level.
-4.82
4.02
Cu
parameter
50 µM
100 µM 0 µM
150 µM 0 µM
200 µM 0 µM
50 µM
100 µM
4.600
-6.600
2. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekaman
pertambahanjumlahakar
ANOVA
Jumlahakar
Sum of
Squares
Df
Mean Square
F
Between
Groups
Within Groups
Total
28.240
4
7.060
129.600
157.840
20
24
6.480
1.090
Sig.
.388
65
Multiple Comparisons
Jumlahakar
LSD
(I)
(J)
Konsentr Konsentr
Mean
asiCu
asiCu
Difference (I-J) Std. Error
0 µM
50 µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
50 µM
.400
1.610
.806
-2.96
3.76
100 µM
.600
1.610
.713
-2.76
3.96
150 µM
1.400
1.610
.395
-1.96
4.76
200 µM
3.000
1.610
.077
-.36
6.36
0 µM
100 µM
-.400
.200
1.610
1.610
.806
.902
-3.76
-3.16
2.96
3.56
150 µM
1.000
1.610
.542
-2.36
4.36
200 µM
2.600
1.610
.122
-.76
5.96
-.600
1.610
.713
-3.96
2.76
50 µM
-.200
1.610
.902
-3.56
3.16
150 µM
.800
1.610
.625
-2.56
4.16
200 µM
2.400
1.610
.152
-.96
5.76
-1.400
-1.000
1.610
1.610
.395
.542
-4.76
-4.36
1.96
2.36
100 µM
-.800
1.610
.625
-4.16
2.56
200 µM
1.600
1.610
.332
-1.76
4.96
-3.000
1.610
.077
-6.36
.36
50 µM
-2.600
1.610
.122
-5.96
.76
100 µM
-2.400
1.610
.152
-5.76
.96
150 µM
-1.600
1.610
.332
-4.96
1.76
100 µM 0 µM
150 µM 0 µM
50 µM
200 µM 0 µM
3. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekaman
Cd
parameter
pertambahanpanjangakar
ANOVA
PanjangAkar
Sum of
Squares
Between Groups
Within Groups
Total
118.160
182.400
300.560
Df
Mean Square
4
20
24
29.540
9.120
F
3.239
Sig.
.033
66
Multiple Comparisons
PanjangAkar
LSD
(I)
(J)
Mean
Konsentras Konsentras Difference (IiCd
iCd
J)
Std. Error
0 µM Cd
95% Confidence Interval
Sig.
Lower
Bound
Upper Bound
50 µM
4.600
*
1.910
.026
.62
8.58
100 µM
5.000*
1.910
.016
1.02
8.98
200 µM
5.600*
1.910
.008
1.62
9.58
.005
.026
.836
.606
.472
.016
.836
.757
.606
.008
.606
.757
.836
.005
.472
.606
.836
2.02
-8.58
-3.58
-2.98
-2.58
-8.98
-4.38
-3.38
-2.98
-9.58
-4.98
-4.58
-3.58
-9.98
-5.38
-4.98
-4.38
9.98
-.62
4.38
4.98
5.38
-1.02
3.58
4.58
4.98
-1.62
2.98
3.38
4.38
-2.02
2.58
2.98
3.58
*
300 µM
6.000
1.910
*
50 µM Cd 0 µM
-4.600
1.910
100 µM
.400
1.910
200 µM
1.000
1.910
300 µM
1.400
1.910
*
100 µM
0 µM
-5.000
1.910
Cd
50 µM
-.400
1.910
200 µM
.600
1.910
300 µM
1.000
1.910
*
200 µM
0 µM
-5.600
1.910
Cd
50 µM
-1.000
1.910
100 µM
-.600
1.910
300 µM
.400
1.910
*
300 µM
0 µM
-6.000
1.910
Cd
50 µM
-1.400
1.910
100 µM
-1.000
1.910
200 µM
-.400
1.910
*. The mean difference is significant at the 0.05 level.
67
4. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekaman
Cd
parameter
pertambahanjumlahakar
ANOVA
JumlahAkar
Sum of
Squares
Between
Groups
Within Groups
Total
Df
Mean Square
56.160
4
14.040
212.800
268.960
20
24
10.640
F
Sig.
1.320
.297
Multiple Comparisons
JumlahAkarLSD
(I)
(J)
Konsentrasi Konsentrasi
Mean
Cd
Cd
Difference (I-J) Std. Error
0 µM Cd
50 µM Cd
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
50 µM
3.800
2.063
.080
-.50
8.10
100 µM
.600
2.063
.774
-3.70
4.90
200 µM
.200
2.063
.924
-4.10
4.50
300 µM
2.600
2.063
.222
-1.70
6.90
0 µM
100 µM
-3.800
-3.200
2.063
2.063
.080
.137
-8.10
-7.50
.50
1.10
200 µM
-3.600
2.063
.096
-7.90
.70
300 µM
-1.200
2.063
.567
-5.50
3.10
-.600
2.063
.774
-4.90
3.70
50 µM
3.200
2.063
.137
-1.10
7.50
200 µM
-.400
2.063
.848
-4.70
3.90
300 µM
2.000
2.063
.344
-2.30
6.30
-.200
3.600
2.063
2.063
.924
.096
-4.50
-.70
4.10
7.90
100 µM
.400
2.063
.848
-3.90
4.70
300 µM
2.400
2.063
.258
-1.90
6.70
-2.600
2.063
.222
-6.90
1.70
50 µM
1.200
2.063
.567
-3.10
5.50
100 µM
-2.000
2.063
.344
-6.30
2.30
200 µM
-2.400
2.063
.258
-6.70
1.90
100 µM Cd 0 µM
200 µM Cd 0 µM
50 µM
300 µM Cd 0 µM
68
5. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekamanPb
parameter
pertambahanpanjangakar
ANOVA
PanjangAkar
Sum of
Squares
Between
Groups
Within Groups
Total
Df
Mean Square
322.000
4
80.500
276.000
598.000
20
24
13.800
F
Sig.
5.833
.003
Multiple Comparisons
PanjangAkarLSD
(I)
(J)
Konsentr Konsentr
Mean
asiPb
asiPb
Difference (I-J) Std. Error
0 µM
5µM
20 µM
50 µM
5µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
1.400
2.349
.558
-3.50
6.30
20 µM
6.800
*
2.349
.009
1.90
11.70
50 µM
8.200*
2.349
.002
3.30
13.10
100 µM
0 µM
*
8.600
-1.400
2.349
2.349
.002
.558
3.70
-6.30
13.50
3.50
20 µM
5.400*
2.349
.032
.50
10.30
50 µM
*
2.349
.009
1.90
11.70
100 µM
0 µM
*
7.200
-6.800*
2.349
2.349
.006
.009
2.30
-11.70
12.10
-1.90
5µM
-5.400*
2.349
.032
-10.30
-.50
50 µM
1.400
2.349
.558
-3.50
6.30
100 µM
1.800
2.349
.453
-3.10
6.70
-8.200
*
2.349
.002
-13.10
-3.30
-6.800
*
2.349
.009
-11.70
-1.90
-1.400
2.349
.558
-6.30
3.50
.400
-8.600*
2.349
2.349
.867
.002
-4.50
-13.50
5.30
-3.70
5µM
-7.200*
2.349
.006
-12.10
-2.30
20 µM
-1.800
2.349
.453
-6.70
3.10
50 µM
-.400
2.349
.867
-5.30
4.50
0 µM
5µM
20 µM
100 µM
100 µM 0 µM
6.800
69
Multiple Comparisons
PanjangAkarLSD
(I)
(J)
Konsentr Konsentr
Mean
asiPb
asiPb
Difference (I-J) Std. Error
0 µM
5µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower Bound Upper Bound
1.400
2.349
.558
-3.50
6.30
6.800
*
2.349
.009
1.90
11.70
8.200
*
2.349
.002
3.30
13.10
100 µM
8.600
*
2.349
.002
3.70
13.50
0 µM
-1.400
2.349
.558
-6.30
3.50
5.400
*
2.349
.032
.50
10.30
6.800
*
2.349
.009
1.90
11.70
7.200
*
2.349
.006
2.30
12.10
*
2.349
.009
-11.70
-1.90
*
-5.400
1.400
2.349
2.349
.032
.558
-10.30
-3.50
-.50
6.30
1.800
2.349
.453
-3.10
6.70
*
2.349
.002
-13.10
-3.30
*
-6.800
-1.400
2.349
2.349
.009
.558
-11.70
-6.30
-1.90
3.50
.400
2.349
.867
-4.50
5.30
-8.600
*
2.349
.002
-13.50
-3.70
-7.200
*
2.349
.006
-12.10
-2.30
-1.800
2.349
.453
-6.70
3.10
50 µM
-.400
2.349
.867
*. The mean difference is significant at the 0.05 level.
-5.30
4.50
20 µM
50 µM
5µM
20 µM
50 µM
100 µM
20 µM
0 µM
5µM
50 µM
100 µM
50 µM
0 µM
5µM
20 µM
-6.800
-8.200
100 µM
100 µM 0 µM
5µM
20 µM
6. HasilAnavasatujalandanuji
BNT
padacekamanPb
parameter
pertambahanjumlahakar
ANOVA
JumlahAkar
Sum of
Squares
Between
Groups
Within Groups
Total
Df
Mean Square
86.160
4
21.540
53.200
139.360
20
24
2.660
F
8.098
Sig.
.000
70
Multiple Comparisons
JumlahAkar
LSD
(I)
(J)
Mean
Konsentras Konsentras Difference (IiPb
iPb
J)
Std. Error
0 µ M Pb
5 µM
20 µM
50 µM
95% Confidence Interval
Sig.
Lower
Bound
Upper Bound
2.600*
1.032
.020
.45
4.75
*
1.032
.000
2.25
6.55
*
1.032
.001
1.65
5.95
.000
.020
.096
.258
.013
.000
.096
.567
.344
.001
.258
.567
.137
.000
.013
.344
.137
3.25
-4.75
-.35
-.95
.65
-6.55
-3.95
-2.75
-1.15
-5.95
-3.35
-1.55
-.55
-7.55
-4.95
-3.15
-3.75
7.55
-.45
3.95
3.35
4.95
-2.25
.35
1.55
3.15
-1.65
.95
2.75
3.75
-3.25
-.65
1.15
.55
4.400
3.800
*
100 µM
5.400
1.032
*
5 µ M Pb 0 µM
-2.600
1.032
20 µM
1.800
1.032
50 µM
1.200
1.032
*
100 µM
2.800
1.032
*
20 µ M Pb 0 µM
-4.400
1.032
5 µM
-1.800
1.032
50 µM
-.600
1.032
100 µM
1.000
1.032
*
50 µ M Pb 0 µM
-3.800
1.032
5 µM
-1.200
1.032
20 µM
.600
1.032
100 µM
1.600
1.032
*
100 µ M
0 µM
-5.400
1.032
*
Pb
5 µM
-2.800
1.032
20 µM
-1.000
1.032
50 µM
-1.600
1.032
*. The mean difference is significant at the 0.05 level.
7. Rekap pengambilan data pertambahan panjang dan jumlah akar pada cekaman Cu, Cd, dan Pb
Tabel 1. Pertambahan panjang akar cekaman Cu
Konsent
rasi
0 µm
50 µm
100 µm
150 µm
200 µm
1
46
42
50
60
36
1
49
43
53
62
36
1
50
48
55
63
39
1
52
50
56
56*
39
2
32
51
23
70
54
2
35
53
25
70
56
2
37
56
28
73
57
2
39
56
28
64*
52*
Ulangan (mm)
3
3
3
15 20 23
20 20 25
48 51 55
53 54 54
59 59 60
3
25
27
55
55
60
2
19
14
12
15
10
Jumlah akar
3
3
15 18
11 12
15 15
11 13
13 13
3
19
12
15
14
13
4
26
38
38
34
50
4
28
42
40
36
51
4
29
43
43
39
54
4
30
47
43
39
54
4
25
14
13
10
12
4
26
14
18
10
13
5
36
43
52
42
36
5
39
43
55
44
39
5
45
44
57
49
40
5
56
49
58
49
40
*Patah
Tabel 2. Pertambahan jumlah akar cekaman Cu
Konsentrasi
0 µm
50 µm
100 µm
150 µm
200 µm
1
14
15
9
10
13
1
14
16
11
10
13
1
14
16
16
10
15
1
15
18
17
11
15
2
16
10
12
11
9
2
16
10
12
13
9
2
16
12
12
13
10
3
10
7
11
8
11
4
18
10
12
10
10
4
21
11
12
10
10
5
16
14
8
11
16
5
16
15
10
16
16
5
17
20
11
17
17
5
20
21
12
18
18
64
Tabel 3. Pertambahan panjang akar cekaman Cd
Konsentrasi
0 µm
50 µm
100 µm
200 µm
300 µm
*patah
1
50
51
50
35
56
1
55
53
52
36
57
1
60
55
53
37
50
1
67
56
55
39
53*
2
40
52
40
34
57
2
41
52
41
35
57
2
43
53
41
37
57
2
47
55
44
38
59
Ulangan (mm)
3
3
3
3
35 37 38 41
34 35 37 38
46 46 47 49
25 26 27 29
35 39 40 44
4
46
47
47
25
44
4
49
48
48
26
40
4
51
49
49
27
47
4
55
51
51
27
50
5
21
76
47
59
66
5
22
76
50
59
66
5
25
78
50
60
64
5
27
82
51
62
67
Tabel 4. Pertambahan jumlah akar cekaman Cd
Konsentrasi
0 µm
50 µm
100 µm
200 µm
300 µm
1
15
14
9
18
19
1
19
14
10
19
19
1
23
16
12
20
22
1
31
19
16
25
27
2
10
13
13
13
13
2
12
15
14
14
11
2
14
16
20
21
13
2
17
18
25
26
15
3
19
12
17
13
18
Jumlah akar
3
3
21 22
13 13
18 20
18 20
19 20
3
24
15
21
23
21
4
15
17
16
11
14
4
17
17
17
11
19
4
20
20
21
11
20
4
24
23
24
19
22
5
10
10
10
11
12
5
12
13
12
12
13
5
12
14
14
13
13
5
15
14
18
14
20
65
Tabel 5. Pertambahan panjang akar cekaman Pb
Konsentrasi
0 µm
5 µm
20 µm
50µm
100 µm
*patah
1
53
59
25
41
43
1
62
60
25
41
44
1
62
62
41
42
44
1
63
67
41
42
46
2
21
50
61
11
36
2
24
44
62
12
39
2
26
49
63
14
40
2
32
67
64
17
41
Ulangan (mm)
3
3
3
3
61 65 76 76
49 49 50 58
60 56 58 59*
44 46 46 48
56 56 57 58
2
17
22
17
10
20
2
19
23
18
11
21
3
16
12
21
13
19
4
51
31
32
41
68
4
54
31
31
41
59
4
42
34
34
42
35
4
59
40
35
43
70
5
26
50
56
49
31
5
30
56
56
49
31
5
38
57
57
50
34
5
40
58
58
53
34
Jumlah akar
3
3
18 22
13 16
22 23
15 17
19 20
4
10
13
14
10
16
4
14
13
14
12
16
4
16
14
15
14
16
4
17
16
15
14
17
5
14
16
15
8
14
5
17
18
17
10
14
5
19
20
17
12
16
5
19
22
19
12
17
Tabel 6. Pertambahan jumlah akar cekaman Pb
Konsentrasi
0 µm
5 µm
20 µm
50µm
100 µm
1
19
18
10
12
15
1
22
20
13
14
16
1
25
23
14
15
16
1
27
25
15
15
16
2
12
20
16
10
19
2
13
21
17
10
19
3
26
17
24
19
22
Lampiran II
LANGKAH KERJA PENELITIAN
A. Persiapan sampel
Dokumentasi
Deskripsi kegiatan
Di dalam LAF, disiapkan media MS padat,
Bunsen, alat tanam steril, petridisk, aquades
steril, kertas tissu, dan sterilan seperti
alkohol 70 % dan kloroks. LAF kemudian
dipapar sinar UV selama 45 menit.
Langkah selanjutnya yaitu sterilisasi biji
dengan alkohol 70 %, larutan kloroks dan
aquades steril. Biji yang sudah steril
kemudian ditanam dalam media MS dengn
menggunakan alat steril.
Biji yang sudah ditanam pada media MS,
diinkubasi pada ruang gelap selama 2 hari
untuk mempercepat proses perkecambahan.
Setelah 2 hari, sampel dipindah ke ruang
terang dan diinkubasi selama 2-3 minggu.
74
75
57
B. Pemaparan logam
Dokumentasi
Deskripsi kegiatan
Setelah 3-4 minggu, semaian tembakau
dipindah ke media setengah MS cair tanpa
logam untuk adaptasi pada media baru.
Setelah 3 hari, semaian semaian tersebut akan
dipindah pada media yang mengandung
logam berat.
Sampel dipindah ke media yang mengandung
logam dan dipapar selama 14 hari. Masingmasing wadah mengandung
konsentrasi
logam yang berbedadan setiap wadah
dilengkapi 1 aerator. Untuk penghindari
transpirasi berlebihan, wadah ditutup plastik.
Pengambilan data kuantitatif dan kualitatif.
Data kuantitatif diambil pada periode tertentu
selama masa pemaparan yakni pada hari
k1,5, 10, dan 14. Sedangkan data kualitatif
berupa foto diambil pada hari ke-14
Pembuatan
preparat
dengan
metode
wholemount, ujung akar dipotong sepanjang
5 mm kemudian direndam dalam larutan
pewarna selama 10 menit, kemudian preparat
diamati dan difoto.