ai{alisisair - WordPress.com

BUKUAJAR
AI{ALISISAIR
Disusun oleh:
Dr. I Made Gunamantha, S.T., M.M.
Dr. rer. nat. I Gusti NgurahAgung Suryaputra, S.T., M.Sc.
TIND**#TAPRESS
PRAKATA
Terlebih dahulu, penulis memanjatkan puji syukur kepada Tuhan Yang
Maha Esa. Hanya karena karunia Beliaulah buku ajar ini bisa diselesaikan dengan
baik tanpa mengesampingkan tugas-tugas lain yang penulis miliki sebagai seorang
dosen.
Penulisan buku ajar ini didasarkan pada keinginan penulis untuk
memfasilitasi proses belajar mengajar di Jurusan Analis Kimia Universitas
Pendidikan Ganesha, khususnya mata kuliah Analisis Air. Selama ini, perkuliahan
dibantu dengan beberapa textbook berbahasa Inggris yang membuat mahasiswa
menjadi malas untuk membacanya. Penulisan buku ajar ini didasarkan pada
silabus dan satuan acara perkuliahan Analisis Air tahun 2012. Kesesuaian isi buku
ajar ini dengan silabus, diharapkan akan memudahkan dosen dan mahasiswa
dalam pembelajaran.
Dalam penyusunan buku ajar ini, penulis mendapatkan masukan dan
bimbingan dari banyak pihak yang terlalu banyak untuk disebutkan satu-persatu.
Penulis mengucapkan terima kasih atas semua masukan dari awal hingga akhir
penyusunan. Tanpa semua masukan tersebut, tentunya buku ini akan sulit untuk
diselesaikan.
Penulis memahami bahwa buku ajar ini masih bisa terus disempurnakan.
Sebagai seorang manusia biasa, penulis menyadari bahwa buku ini tidak terbebas
dari kesalahan, baik yang sifatnya konten, maupun kesalahan editorial. Oleh
karena itu, penulis terbuka atas kritik dan saran yang membangun dari semua
pihak di kemudian hari, untuk kesempurnaan buku ini. Akhir kata, penulis
berharap semoga buku ajar ini berguna untuk mahasiswa dan dosen di Universitas
Pendidikan Ganesha pada khususnya, dan di Indonesia pada umumnya
Singaraja, 13 Desember 2012
Penulis
i
DAFTAR ISI
Halaman
PRAKATA ..................................................................................................................... i
DAFTAR ISI ................................................................................................................. ii
DAFTAR GAMBAR ................................................................................................... iv
DAFTAR TABEL ........................................................................................................ vi
BAB I. PENGAMBILAN CONTOH AIR ................................................................... 1
1.1. Pendahuluan ....................................................................................................... 1
1. 2. Persyaratan pengambilan contoh air ................................................................. 2
1.3. Cara Pelaksanaan Pengambilan Contoh ........................................................... 12
BAB II. PARAMETER FISIK KUALITAS AIR ....................................................... 33
2.1. Pendahuluan ..................................................................................................... 33
2. 2. Suhu ................................................................................................................ 33
2.3. Kekeruhan ........................................................................................................ 34
2.4. Warna ............................................................................................................... 37
2.5. Konduktivitas ................................................................................................... 38
2.6. Padatan Total, Terlarut, dan Tersuspensi ......................................................... 39
2.7. Bau ................................................................................................................... 42
2.8. Rasa .................................................................................................................. 43
2.9. pH ..................................................................................................................... 44
2.10. Potensial Redoks ............................................................................................ 47
2.11. Pemantauan Polutan-Polutan Fisik ................................................................ 50
2.12. Sampling Polutan-Polutan Fisik ..................................................................... 51
BAB III. PARAMETER KIMIA KUALITAS AIR ................................................... 53
3.1. Pendahuluan ..................................................................................................... 53
3. 2. Oksigen Terlarut ............................................................................................. 56
3.3. Karbondioksida ................................................................................................ 61
3.4. Kesadahan ........................................................................................................ 66
3.5. Alkalinitas ........................................................................................................ 71
3.6. Bahan Organik ................................................................................................. 78
3.7. Nitrat dan Nitrit ................................................................................................ 87
3.8. Fosfor ............................................................................................................... 91
3.9. Faktor Mikrobiologis Lingkungan Perairan ..................................................... 93
3.10. Analisis Mikrobiologi .................................................................................... 97
ii
DAFTAR PUSTAKA ............................................................................................... 101
iii
DAFTAR GAMBAR
Halaman
Gambar 1.1. Alat Pengambil Contoh Air Sederhana ............................................. 3
Gambar 1.2. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Mendatar (Wohlenberg) ............... 4
Gambar 1.3. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Tegak (Ruttner) ............................ 4
Gambar 1.4. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Kedalaman Terpadu (Integrated
Depth Sampler-USDH) .............................................................................. 5
Gambar 1.5. Alat Pengambil Contoh Air Otomatis ............................................... 5
Gambar 1.6. Alat Pengambil Contoh Gas Terlarut Tipe Casella (Termasuk
Oksigen Terlarut) ....................................................................................... 6
Gambar 1.7. Alat Pengambil Contoh Plankton ...................................................... 7
Gambar 1.8. Alat Pengambil Contoh Benthos Tipe Eckman Grab ........................ 7
Gambar 1.9. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Jala Surber ............... 8
Gambar 1.10. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Petersen Grab ......... 8
Gambar 1.11. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Ponar Grab ............. 9
Gambar 1.12. Alat Pengambil Contoh Hewan di Permukaan Air tipe Jaring Apung
..................................................................................................................... 9
Gambar 1.13. Lokasi Pemanfaat Sumber Air ...................................................... 13
Gambar 1.14. Diagram Lokasi Pengambilan Contoh Air Danau ......................... 14
Gambar 1.15. Diagram Lokasi Pengambilan Contoh Air Tanah ......................... 15
Gambar 1.16. Titik Pengambilan Contoh Air Sungai .......................................... 17
Gambar 1.17. Titik Pengambilan Contoh Air Waduk/Danau .............................. 18
Gambar 1.18. Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi pada
Permukaan Secara Langsung ................................................................... 21
Gambar 1.19. Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi pada Air
Permukaan dari Jembatan ........................................................................ 22
Gambar 1.20. Cara Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi dari
Sumur Produksi ........................................................................................ 23
Gambar 3.1. Hubungan antara fraksi karbondioksida dengan pH ...................... 64
Gambar 3.2. Oksidasi Aerob dan Anacrob bahan Organik oleh Bakteri ............. 79
iv
Gambar 3.3. Proses Dekomposisi Bahan Organik dan Nitrifikasi pada Penentuan
BOD ......................................................................................................... 82
Gambar 3.4. Siklus Nitrogen ................................................................................ 89
Gambar 3.5. Proses Denitrifikasi ......................................................................... 90
Gambar 3.6. Pelacakan Polusi Nitrogen .............................................................. 92
Gambar 3.7. Siklus Fosfor ................................................................................... 93
v
DAFTAR TABEL
Halaman
Tabel 1.1. Cara Pengawetan Dan Penyimpanan Contoh Uji Air ......................... 27
Tabel 2.1. Klasifikasi Padatan di Perairan Berdasarkan Ukuran Diameter ......... 40
Tabel 2. 2. Ion – Ion yang Biasa Ditemukan di Perairan ..................................... 41
Tabel 2.3. Prinsip Penentuan dari Masing-masing Klasifikasi Zat Padat yang Ada
dalam Air .................................................................................................. 42
Tabel 2.4. Detectable Threshold Odor Concentration ......................................... 44
Tabel 2.5. Potensi Redoks Beberapa Ion Serta kadar Oksigen Terlarut yang
Menyertai Proses Oksidasi dan Reduksi .................................................. 50
Tabel 3.1. Faktor Pengali untuk Mengkonversi mg/liter Ion-Ion Utama di
Perairan Menjadi mili-ekuivalen dan sebaliknya ..................................... 55
Tabel 3.2. Hubungan Antara Kadar Oksigen Terlarut Jenuh dan Suhu pada
Tekanan Udara 760 mm Hg ..................................................................... 57
Tabel 3.3. Kelarutan Karbondioksida di Perairan Alami Pada Berbagai Suhu .. 65
Tabel 3.4. Kation-Kation Penyusun Kesadahan dan Anion-Anion
pasangan/asosiasinya ................................................................................ 67
Tabel 3.5. Klasifikasi Perairan Berdasarkan Nilai Kesadahan ........................... 71
Tabel 3.6. Kation dan Anion Utama pada Perairan Tawar dan Laut .................. 73
Tabel 3.7. Hubungan Antara pH, Alkalinitas Total, dan Karbondioksida Bebas 77
Tabel 3.8. Baku Mutu Air Minum (Menteri Kesehatan Republik Indonesia, 2002)
................................................................................................................... 96
Tabel 3.9. Jenis Bakteri dengan Metode Analisis serta Media, Suhu, dan Waktu
yang Dibutuhkan ...................................................................................... 99
vi
BAB I
PENGAMBILAN CONTOH AIR
Standar kompetensi: mahasiswa dapat memahami tentang pemantauan kualitas
air, mengerti dan memiliki wawasan tentang standar
kualitas air untuk berbagai kepentingan, memahami
tentang sifat-sifat fisik, biologi, dan kimia air, sumber dan
jenis pencemaran perairan, mengetahui dan memahami
tentang perancangan sederhana untuk proses pengolahan
air, memahami bagaimana system pengolahan air limbah,
dan mengetahui tentang baku mutu kualitas beberapa jenis
sumber air limbah.
Kompetensi dasar: setelah mengikuti perkuliahan ini, mahasiswa dapat
menjelaskan
tentang
pengambilan
contoh
persyaratan
kualitas
air
dan
untuk
tata
cara
keperluan
pemeriksaan kualitas air yang mencakup pemeriksaan sifat
fisik, kimia, dan mikrobiologi.
Indikator hasil belajar: mengkaji dan mendiskusikan tentang prasyarat
pengambilan contoh air dan cara pengambilan contoh
air.
1.1. Pendahuluan
Berbagai metode banyak diacu untuk mengambil contoh (sampling) air.
Diantara metode-metode tersebut adalah metode APHA, metode SNI, dan metode
lainnya. Dalam tulisan ini, metode sampling air yang akan diuraikan adalah
metode SNI 06-2421-1991.
Metode pengambilan contoh ini dimaksudkan sebagai pegangan dalam
pengambilan contoh air di lapangan untuk uji kualitas air. Tujuan metode ini
untuk mendapatkan contoh yang andal. Metode pengambilan contoh ini meliputi
persyaratan dan tata cara pengambilan contoh kualitas air untuk keperluan
1
pemeriksaan kualitas air yang mencakup pemeriksaan sifat fisik, kimia
mikrobiologi, biologi dan lain-lain.
Beberapa pengertian yang dimaksud dalam metode ini meliputi :
1. sumber air meliputi air permukaan, air tanah dan air meteorik;
2. air permukaan adalah air yang terdiri dari: air sungai, air danau, air
waduk, air saluran, mata air, air rawa dan air gua/air kart;
3. air tanah bebas adalah air dari akifer yang hanya sebagian terisi air dan
terletak pada suatu dasar yang kedap air serta mempunyai permukaan
bebas;
4. air tanah tertekan adalah air dari akifer yang sepenuhnya jenuh air
dengan bagian atas dan bawahnya dibatasi oleh lapisan yang kedap air;
5. akifer adalah suatu lapisan pembawa air;
6. epilimnion adalah lapisan atas danau/waduk yang suhunya relatif sama;
7. termoklin/metalimnion
adalah
lapisan
danau
yang
mengalamii
penurunan suhu cukup besar (lebih dari 1oC/m) ke arah dasar danau;
8. hipolimnion adalah lapisan bawah danau yang mempunyai suhu relatif
sama dan lebih dingin dari lapisan di atasnya, biasanya lapisan ini
mengandung kadar oksigen yang rendah dan relatif stabil;
9. air meteorik adalah air meteorik dari labu ukur di station meteor, air
meteorik yang ditampung langsung dari hujan dan air meteorik dari bak
penampung air hujan.
10. contoh, dalam panduan ini adalah contoh uji air untuk keperluan
pemeriksaan kualitas air.
1. 2. Persyaratan pengambilan contoh air
Peralatan
Alat pengambil contoh harus memenuhi persyaratan sebagai berikut :
1) terbuat dari bahan yang tidak mempengaruhi sifat contoh (misalnya
untuk keperluan pemeriksaan logam, alat pengambil contoh tidak
terbuat dari logam);
2
2) mudah dicuci dari bekas contoh sebelumnya;
3) contoh mudah dipindahkan ke dalam botol penampung tanpa ada
sisa bahan tersuspensi di dalamnya;
4) kapasitas alat 1 – 5 L tergantung dari maksud pemeriksaan;
5) mudah dan aman dibawa.
Jenis Alat Pengambil Contoh
Beberapa jenis alat pengambil contoh yang dapat digunakan meliputi :
1) alat pengambil contoh sederhana (lihat Gambar 1.1) berupa :
(1)
botol biasa atau ember plastik yang digunakan pada permukaan air
secara langsung;
(2)
botol biasa yang diberi pemberat yang digunakan pada kedalaman
tertentu.
Gambar 1.1. Alat Pengambil Contoh Air Sederhana
3
2) alat pengambil contoh setempat secara mendatar yang dipergunakan untuk
mengambil contoh di sungai atau di tempat yang airnya mengalir pada
kedalaman tertentu, misalnya tipe Wohlenberg (lihat Gambar 1.2).
Gambar 1.2. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Mendatar (Wohlenberg)
3) alat pengambil contoh setempat secara tegak dipergunakan untuk mengambil
contoh pada lokasi yang airnya tenang atau alirannya sangat lambat seperti di
danau, waduk dan muara sungai pada kedalaman tertentu, misalnya tipe
Ruttner (lihat Gambar 1.3).
Gambar 1.3. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Tegak (Ruttner)
4) alat pengambil contoh pada kedalaman yang terpadu untuk pemeriksaan
4
zat padat tersuspensi atau untuk mendapatkan contoh yang mewakili semua
lapisan air; misalnya tipe USDH (lihat Gambar 1.4).
Gambar 1.4. Alat Pengambil Contoh Air Tipe Kedalaman Terpadu (Integrated
Depth Sampler-USDH)
5) alat pengambil contoh secara otomatis yang dilengkapi alat pengatur waktu
dan volume yang diambil, digunakan untuk contoh gabungan waktu dari air
limbah atau air sungai yang tercemar, agar diperoleh kualitas air rata-rata
selama periode tertentu. Tipe alat yang bisa digunakan adalah seperti Gambar
1.5.
Gambar 1.5. Alat Pengambil Contoh Air Otomatis
5
6) alat pengambil untuk pemeriksaan gas terlarut, yang dilengkapi tutup,
sehingga alat dapat ditutup segera setelah terisi penuh; misalnya tipe Casella
(lihat Gambar 1.6).
Gambar 1.6. Alat Pengambil Contoh Gas Terlarut Tipe Casella (Termasuk
Oksigen Terlarut)
7) alat pengambil contoh untuk pemeriksaan bakteriologi adalah : botol gelas
yang di tutup kapas/aluminium foil, tahan terhadap panas dan tekanan selama
proses sterilisasi;
6
8) alat pengambil contoh untuk pemeriksaan plankton berupa jaring yang berpori
173 mesh/inci, yang iasa digunakan adalah jaring plankton no. 20/S1;
misalnya seperti Gambar 1.7.
Gambar 1.7. Alat Pengambil Contoh Plankton
9) alat pengambil contoh untuk pemeriksaan hewan benthos disesuaikan dengan
jenis hewan benthos yang akan diambil, beberapa tipe alat untuk jenis habitat
tertentu, antara lain :
(1) Eckman grab, dibuat dari baja, yang beratnya + 3,2 kg, dengan ukuran 15
cm x 15 cm, dipergunakan untuk pengambilan contoh pada sumber air
yang alirannya relatif kecil dan mempunyai dasar lumpur dan pasir (lihat
Gambar 1.8).
Gambar 1.8. Alat Pengambil Contoh Benthos Tipe Eckman Grab
(2) Jala Surber, terbuat dari benang nilon yang ditenun dan mempunyai
ukuran mata jarring 0,595 mm dalam keadaan terbuka, panjang jala 69 cm
dan ukuran permukaan depan 30,5x30,5 cm, alat ini biasa dipergunakan
pada sumber air yang alirannya deras dan mempunyai dasar berbatu-batu
(lihat Gambar 1.9).
7
Gambar 1.9. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Jala Surber
(3) Petersen grab, terbuat dari baja yang luasnya antara 0,06 – 0,09 m2 dengan
berat antara 13,7 – 31,8 kg biasanya dipergunakan pada sumber air yang
mempunyai dasar keras, misalnya lempung, batu dan pasir (lihat Gambar
1.10)
Gambar 1.10. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Petersen Grab
(4) Ponar grab, terbuat dari baja yang luasnya 23 x 23 cm2 dengan berat + 20
kg banyak dipergunakan di danau yang dalam dan pada dasar sumber air
yang bervariasi (lihat Gambar 1.11).
Gambar 1.11. Alat Pengambil Contoh Hewan Benthos Tipe Ponar Grab
8
10) Jaring apung terbuat dari benang nilon yang ditenun, mempunyai ukuran mata
jaring 0,595 mm dan luas 929 cm2 dipergunakan untuk mengumpulkan hewan
yang hidup di permukaan sumber air dan lamanya waktu yang dipergunakan
dalam satu kali pengambilan adalah tiga jam (lihat Gambar 1.12).
Gambar 1.12. Alat Pengambil Contoh Hewan di Permukaan Air tipe Jaring Apung
11) Alat Ekstraksi
Alat ini terbuat dari bahan gelas atau Teflon yang tembus pandang dan mudah
memisahkan fase pelarut dari contoh.
12) Alat Penyaring
Alat ini dilengkapi dengan pompa isap atau pompa tekan serta dapat menahan
kertas saring yang mempunyai ukuran pori 0,45µm.
13) Alat Pendingin
Alat ini dapat menyimpan contoh pada 4 oC, dapat membekukan contoh bila
diperlukan dan mudah diangkut ke lapangan.
Bahan
2.2.1
Bahan Kimia Untuk Pengawet
Bahan kimia yang dipergunakan untuk pengawet harus memenuhi persyaratan
bahan kimia untuk analisis dan tidak mengganggu atau mengubah kadar zat
yang akan diperiksa.
9
2.2.2
Wadah Contoh
Wadah yang dipergunakan untuk menyimpan contoh harus memenuhi
persyaratan sebagai berikut :
1) terbuat dari bahan gelas atau plastik;
2) dapat ditutup dengan kuat dan rapat;
3) mudah dicuci;
4) tidak mudah pecah;
5) wadah contoh untuk pemeriksaan mikrobiologi harus dapat disterilkan;
6) tidak menyerap zat-zat kimia dari contoh;
7) tidak melarutkan zat-zat kimia ke dalam contoh;
8) tidak menimbulkan reaksi antara bahan wadah dengan contoh.
Sarana Pengambilan Contoh
Sarana yang dapat dipergunakan adalah :
1) sedapat mungkin menggunakan jembatan atau lintasan gantung sebagai
tempat pengambilan contoh;
2) bila sarana di atas tidak ada, maka dapat menggunakan perahu;
3) untuk sumber air yang dangkal, dapat dilakukan dengan merawas.
Volume Contoh
Volume contoh yang diambil untuk keperluan pemeriksaan di lapangan dan
laboratorium bergantung dari jenis pemeriksaan yang diperlukan sebagai berikut:
1) Untuk pemeriksaan sifat fisik air diperlukan lebih kurang 2 L;
2) Untuk pemeriksaan sifat kimia air diperlukan lebih kurang 5 L;
3) Untuk pemeriksaan bakteriologi diperlukan lebih kurang 100 mL;
4) Untuk pemeriksaan biologi air (klorofil) diperlukan 0<5-20 L,
(bergantung pada kadar klorofil di dalam contoh).
Pola Kerja
Urutan pelaksanaan pengambilan contoh kualitas air adalah sebagai berikut:
10
1) Menentuka lokasi pengambilan contoh;
2) Menentukan titik pengambilan contoh;
3) Melakukan pengambilan contoh;
4) Melakukan pemeriksaan kualitas air di lapangan;
5) Melakukan pengolahan pendahuluan dan pangawetan contoh;
6) Pengepakan contoh dan pengangkutan ke laboratorium.
Pengawetan Contoh
Pengawetan contoh untuk parameter tertentu diperlukan apabila pemeriksaan
tidak dapat langsung dilakukan setelah pengambilan contoh. Jenis bahan
pengawet yang digunakan dan lama penyimpanan bisa dilihat pada Tabel 1.1.
Waktu
Interval waktu pengambilan contoh diatur agar contoh diambil pada hari dan jam
yang berbeda sehingga dapat diketahui perbedaan kualitas air setiap hari maupun
setiap jam. Caranya dilakukan dengan menggeser jam dan hari pengambilan pada
waktu pengambilan contoh berikutnya, misalnya pengambilan pertama hari senin
jam 06.00, pengambilan berikutnya hari selasa jam 07.00, dan seterusnya. Waktu
pengambilan contoh dilakukan berdasarkan keperluan sebagai berikut :
1) untuk keperluan survai perdahuluan dalam rangka pengenalan daerah,
waktu pengambilan contoh dapat dilaksanakan pada saat survai;
2) untuk keperluan perencanaan dan pemanfaatan, diperlukan data
pemantauan kualitas air yang diambil pada waktu tertentu dan periode
yang
tetap,
tergantung
pada
jenis
sumber
air
dan
tingkat
pencemarannya sebagai berikut :
(1) sungai/saluran yang tercemar berat, setiap dua minggu sekali
selama setahun;
(2) sungai/saluran yang telah tercemar ringan sampai sedang, sebulan
sekali selama setahun;
(3) sungai/saluran alami yang belum tercemar, tiga bulan sekali selama
setahun;
(4) danau/waduk setiap dua bulan sekali selama setahun;
11
(5) air tanah setiap tiga bulan sekali selama setahun;
(6) air meteorik sesuai dengan keperluan.
3) untuk studi dan penelitian; disesuaikan waktunya.
1.3. Cara Pelaksanaan Pengambilan Contoh
Lokasi Pengambilan Contoh
Lokasi pengambilan contoh ditentukan berdasarkan pada tujuan pemeriksaan.
Lokasi pengambilan contoh dilakukan pada air permukaan dan air tanah.
1.1.1. Air Permukaan
Lokasi pengambilan contoh di air permukaan dapat berasal dari daerah pengaliran
sungai dan danau/waduk, dengan penjelasan sebagai berikut:
1) pemantauan kualitas pada suatu daerah pengaliran sungai (DPS),
berdasarkan pada:
(1) sumber air alamiah, yaitu lokasi pada tempat yang belum terjadi
atau masih sedikit pencemaran;
(2) sumber air tercemar, yaitu lokasi pada tempat yang telah
mengalami perubahan atau di hilir sumber pencemar;
(3) sumber air yang dimanfaatkan, yaitu lokasi pada tempat
penyadapan pemanfaatan sumber air tersebut (lihat Gambar 1.13).
Gambar 1.13. Lokasi Pemanfaat Sumber Air
12
2) Pemantauan kualitas air pada danau/waduk berdasarkan pada (lihat
Gambar 1.14) :
(1) tempat masuknya sungai ke danau/waduk;
(2) di tengah danau/waduk;
(3) lokasi penyadapan air untuk pemanfaatan;
(4) tempat keluarnya air danau/waduk.
Gambar 1.14. Diagram Lokasi Pengambilan Contoh Air Danau
1.1.2. Air Tanah
Lokasi pengambilan contoh air tanah dapat berasal air tanah bebas (tidak tertekan)
dan air tanah tertekan dengan penjelasan sebagai berikut (lihat Gambar 1.15):
1) air tanah bebas (tidak tertekan) :
(1) di sebelah hulu dan hilir dari lokasi penimbunan/pembuangan
sampah kota/industri;
(2) di sebelah hilir daerah pertanian yang intensif menggunakan
pestisida dan pupuk kimia;
(3) di daerah pantai dimana terjadi penyusupan air asin;
13
(4) tempat-tempat lain yang dianggap perlu.
2) air tanah tertekan :
(1) di sumur produksi air tanah untuk pemenuhan kebutuhan
perkotaan, pedesaan, pertanian dan industri;
(2) di sumur produksi air tanah PAM maupun sarana umum;
(3) di sumur-sumur pemantauan kualitas air tanah;
(4) di lokasi kawasan industri;
(5) di sumur observasi untuk pengawasan imbuhan;
(6) pada sumur observasi air tanah di suatu cekungan air tanah artesis
(misalnya : cekungan artesis Bandung);
(7) pada sumur observasi di wilayah pesisir dimana terjadi penyusupan
air asin;
(8) pada sumur observasi penimbunan/pengolahan limbah industri
bahan berbahaya dan beracun (B3);
(9) pada sumur lainnya yang dianggap perlu.
14
Gambar 1.15. Diagram Lokasi Pengambilan Contoh Air Tanah
Menentukan Titik Pengambilan Contoh
A. Air Permukaan
Titik pengambilan contoh dapat dilakukan di sungai dan danau/waduk, dengan
penjelasan sebagai berikut :
1) di sungai, titik pengambilan contoh di sungai (lihat Gambar 1.16)
dengan ketentuan:
(1)
sungai dengan debit kurang dari 5 m3/detik, contoh diambil pada
satu titik di tengah sungai pada 0,5 x kedalaman dari permukaan
air;
(2)
sungai dengan debit antara 5 – 150 m3/detik, contoh diambil pada
dua titik masing-masing pada ada jarak 1/3 dan 2/3 lebar sungai
pada 0,5 x kedalaman dari permukaan air;
15
(3)
sungai dengan debit lebih dari 150 m3/detik contoh diambil
minimum pada enam titik masing-masing pada jarak ¼, ½ dan ¾
lebar sungai pada 0,2 x dam 0,8 x kedalaman dari permukaan air.
2) di danau/waduk, titik pengambilan contoh di danau/waduk (lihat
Gambar 1.17) dengan ketentuan :
(1)
danau waduk kedalamannya kurang dari 10 m, contoh diambil
pada dua titik di permukaan dan di dasar danau/waduk;
(2)
danau/waduk dengan kedalaman antara 10 – 30 m, contoh
diambil pada tiga titik, yaitu : di permukaan, di lapisan temoklin
dan di dasar danau/waduk;
(3)
danau/waduk dengan kedalaman antara 30 – 100 m, contoh
diambil pada empat titik, yaitu : di permukaan, di lapisan
termoklin (metalimnion), di atas lapisan hipolimnion dan di dasar
danau/waduk;
(4)
danau/waduk yang kedalamannya lebih dari 100 m, titik
pengambilan contoh dapat ditambah sesuai dengan keperluan.
16
Gambar 1.16. Titik Pengambilan Contoh Air Sungai
17
Gambar 1.17. Titik Pengambilan Contoh Air Waduk/Danau
B. Air Tanah
Titik pengambilan contoh air tanah dapat berasal dari air tanah bebas dan air tanah
tertekan (artesis) dengan penjelasan sebagai berikut :
1) Air tanah bebas
(1)
pada sumur gali contoh diambil pada kedalaman 20 cm di bawah
permukaan air sebaliknya diambil pada pagi hari;
(2)
pada sumur bor dengan pompa tangan/mesin, contoh diambil dari
kran/mulut pompa tempat keluarnya air setelah air dibuang selama
lebih kurang lima menit.
2) Air tanah tertekan (artesis)
18
(1)
pada sumur bor eksplorasi contoh diambil pada titik yang telah
ditentukan sesuai keperluan eksplorasi;
(2)
pada sumur observasi contoh diambil pada dasar sumur setelah
air dalam sumur bor/pipa dibuang sampai habis (dikuras)
sebanyak tiga kali;
(3)
pada sumur produksi contoh diambil pada kran/mulut pompa
keluarnya air.
Pengambilan Contoh
A. Pemeriksaan sifat fisik dan kimia air
Tahapan pengambilan contoh untuk keperluan ini adalah:
1) Menyiapkan alat pengambil contoh yang sesuai dengan keadaan
sumber air;
2) Membilas alat dengan contoh yang akan diambil, sebanyak tiga kali;
3) Mengambil contoh sesuai dengan keperluan dan campurkan dalam
penampung sementara hingga merata;
4) Apabila contoh diambil dari beberapa titik, maka volume contoh yang
diambil dari setiap titik yang sama.
Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Oksigen Terlarut
Pengambilan contoh dapat dilakukan dengan dua cara, yaitu :
1) cara langsung; tahapan pengambilan contoh dengan cara langsung
sebagai berikut :
(1) siapkan botol KOB yang bersih dan mempunyai volume ± 300
mL serta dilengkapi dengan tutup asah;
(2) celupkan botol dengan hati – hati ke dalam air dengan posisi
mulut botol searah dengan aliran air, sehingga air masuk ke
dalam botol dengan tenang, atau dapat pula dengan
menggunakan sifon;
(3) isi botol sampai penuh dan hindarkan terjadinya turbulensi dan
gelembung udara selama pengisian, kemudian botol ditutup;
(4) contoh siap untuk dianalisis.
19
2) dengan alat khusus; tahapan pengambilan contoh dengan cara alat
khusus sebagai berikut:
(1) siapkan botol KOB yang bersih dan mempunyai volume ± 300
mL;
(2) masukkan botol ke dalam alat khusus;
(3) ikuti prosedur pemakaian alat tersebut.
B. Pemeriksaan Mikrobiologi
Pengambilan contoh untuk pemeriksaan mikrobiologi dapat dilakukan pada air
permukaan dan air tanah dengan penjelasan sebagai berikut:
1) air permukaan secara langsung (lihat Gambar 1.18); tahapan
pengambilan contoh ini sebagai berikut :
(1) siapakan botol yang volumenya paling sedikit 100 mL dan
telah disterilkan pada suhu 1200C selama 15 menit atau dengan
cara sterilisasi lain;
(2) ambil contoh dengan cara memegang botol steril bagian bawah
dan celupkan botol steril ± 20 cm di bawah permukaan air
dengan posisi mulut botol berlawanan dengan arah aliran.
Gambar 1.18. Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi pada
Permukaan Secara Langsung.
2) air permukaan secara tidak langsung dari jembatan atau lintasan
gantung (lihat Gambar 1.19); tahapan pengambilan ini sebagai berikut:
20
(1) siapkan
botol
steril
yang
tutupnya
terbungkus
kertas
aluminium;
(2) ikat botol dengan tali dan pasang pemberat di bagian dasar
botol;
(3) buka pembungkus kertas di bagian mulut botol dan turunkan
botol perlahan-lahan ke dalam permukaan air;
(4) tarik tali sambil digulung;
(5) buang sebagian isi botol hingga volumenya ± ¾ volume botol;
(6) bakar bagian mulut botol, kemudian botol ditutup kembali.
Gambar 1.19. Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi pada Air
Permukaan dari Jembatan
3) air tanah pada sumur gali; tahapan pengambilan contoh sama dengan
pengambilan contoh pada air permukaan dari jembatan atau lintasan
gantung;
4) air tanah pada kran air (lihat Gambar 1.20);
tahapan pengambilan contoh sebagai berikut:
(1) siapkan botol steril yang tutupnya terbungkus kertas
aluminium;
(2) buka kran selama 1-2 menit;
21
(3) sterilkan kran dengan cara membakar mulut kran sampai keluar
uap air;
(4) alirkan lagi air selama 1-2 menit;
(5) buka tutup botol steril dan isi sampai ± ¾ volume botol;
(6) baker bagian mulut botol, kemudian botol ditutup lagi.
Gambar 1.20. Cara Pengambilan Contoh untuk Pemeriksaan Mikrobiologi dari
Sumur Produksi
22
Pemeriksaan Lapangan
Pekerjaan yang dilakukan meliputi:
1) Pemeriksaan unsur-unsur yang dapat berubah dengan cepat, dilakukan
langsung setelah pengambilan contoh. Unsur-unsur tersebut antara
lain; pH, suhu, daya hantar listrik, alkalinitas, asiditas, dan oksigen
terlarut;
2) Semua hasil pemeriksaan dicatat dalam buku catatan khusus
pemeriksaan di lapangan, yang meliputi nama sumber air, tanggal
pengambilan contoh, jam, keadaan cuaca, bahan pengawet, yang
ditambahkan dan nama petugas (lihat Contoh Catatan Lapangan).
Pengolahan Pendahuluan Contoh
3.5.1
Penyaringan
Penyaringan contoh dilakukan untuk pemeriksaan parameter terlarut sebagai
berikut:
1) Contoh yang akan disaring diukur volumenya sesuai dengan
keperluan;
2) Masukkan ke dalam alat penyaring yang telah dilengkapi kertas saring
yang mempunyai ukuran pori 0-0,45 µ m dan saring sampai selesai;
3) Air saringan ditampung ke dalam wadah yang telah disiapkan sesuai
dengan keperluan.
3.5.2
Ekstraksi Contoh untuk pemeriksaan Pestisida
Ekstraksi contoh untuk pemeriksaan ini dilakukan sebagi berikut:
1) Contoh dikocok secara merata dan ukur volumenya sebanyak 1 L
dengan gelas ukur;
2) Tuangkan contoh ke dalam labu ekstrak;
3) Bilas gelas ukur dengan 60 mL campuran pelarut organik (n-hexana
85% dan Diethyl Ether 15%), kemudian tuangkan pelarut organik
tersebut ke dalam labu ekstrak dan kocok selama 2 menit:
23
4) Biarkan sampai terjadi pemisahan fase paling sedikit ± 10 menit;
5) Tampung fase air dari labu ekstrak ke dalam gelas ukur dan secara
hati-hati. Tuangkan lapisan fase organik melalui kolom yang
berdiameter luar 2 cm dan berisi Na2SO4 bebas air setinggi 10 m ke
dalam wadah khusus;
6) Tuangkan kembali fase air di dalam gelas ukur tadi ke dalam labu
ekstrak;
7) Ulangi langkah (3) sampai (6) 2 kali lagi;
8) Bilas kolom dengan pelarut hexana ± 20 mL;
9) Satukan hasil ekstrak dalam botol khusus.
3.5.3
Ekstraksi Contoh untuk Pemeriksaan Minyak dan Lemak
Ekstraksi contoh untuk pemeriksaan ini dilakukan sebagai berikut:
1) Diukur 1 L contoh dengan gelas ukur;
2) Ditambahkan 5 mL asam khlorida (HCL 1:1), sampai pH<2;
3) Dimasukkan kedalam labu ekstrak;
4) Gelas ukur tadi dibilas secara hati-hati dengan 30 mL pelarut organik
(jenis pelarut organik disesuaikan dengan metode pemeriksaan yang
digunakan), dan masukkan di dalam labu ekstrak;
5) Dikocok kuat-kuat selama 2 menit dan bila terjadi emulsi yang stabil
(tidak terjadi pemisahan fase yang jelas), dikocok lagi selama 5-10
menit;
6) Dibiarkan sampai terjadi pemisahan fase;
7) Fase organiknya dikeluarkan melalui corong yang berisi kertas saring
dan Na2SO4 ke dalam wadah contoh khusus;
8) Dimasukkan lagi 30 mL pelarut organik ke dalam labu ekstrak;
9) Ulangi langkah (5) sampai (8) 2 kali lagi;
10) Hasil ekstrak disatukan ke dalam wadah contoh khusus;
11) Kertas saring dicuci dengan 10-20 mL pelarut organik dan disatukan
dengan hasil ekstrak ke dalam wadah contoh khusus tadi.
Pengawetan Contoh
24
3.6.1
Pengawetan Cara Fisika
Pengawetan secara fisika dilakukan dengan cara pendinginan contoh pada
suhu 40C atau pembekuan.
3.6.2
Pengawetan Cara Kimia
Pengawetan secara kimia dilakukan tergantung pada jenis parameter yang
diawetkan. Beberapa cara pengawetan adalah sebagai berikut:
1) Pengasaman, yaitu penambahan asam nitrat pekat atau asam klorida
pekat atau asam sulfat pekat ke dalam contoh sampai pH<2;
2) Penambahan bioksida ke dalam contoh jenis biosida dan dosisnya
tercantum pada Tabel 1.1;
3) Penambahan larutan basa (biasanya larutan natrium hidroksida, NaOH)
ke dalam contoh sampai pH 10-11.
Pengepakan dan Pengangkutan Contoh
Contoh yang telah dimasukkan ke dalam wadah, diberi label. Pada label
tersebut dicantumkan keterangan mengenai lokasi pengambilan, tanggal dan jam
pengambilan, cuaca, jenis pengawetan yang ditambahkan, petugas yang
mengambil contoh dan seketsa lokasi.
Wadah-wadah contoh yang telah ditutup rapat dimasukkan ke dalam kotak
yang telah dirancang secara khusus agar contoh tidak tertumpah selama
pengangkutan ke Laboratorium.
Penyajian Data Hasil Pemeriksaan Lapangan
Hasil pemeriksaan lapangan disajikan sebagai berikut:
1) Hasil perhitungan pemeriksaan di lapangan dicatat dalam buku catatan
lapangan (lihat Contoh Catatan Lapangan);
2) Diteliti kembali cara perhitungan dan satuan yang dipakai;
3) Data dari catatan lapangan dipindahkan ke formulir data (lihat Contoh
Formulir Data)
Tabel 1.1. Cara Pengawetan Dan Penyimpanan Contoh Uji Air
25
Asiditas
Tempat
Penyimpanan
P,G (B)
Keperluan
Contoh(Ml)
100
Pendinginan
Batas
Penyimpanan
14 hari
Alkalinitas
P,G
100
Pendinginan
14 hari
KOB
P,G
1000
Pendinginan
48 jam
Boron
P
100
Tanpa Pengawet
28 hari
Kalsium
P,G
100
Tambahkan
Penetapan
Pengawetan
HNO3 6 bulan
sampai pH<2
Kesadahan
P,G
100
Tambahkan
HNO3 6 bulan
sampai pH<2
Karbon
organik total
G
100
Pendinginan
tambah
dan 28 hari
H2SO4
sampai pH<2
Karbon
100
dianalisis
dilapangan
dioksida
Kebutuhan
Segera
P,G
100
Tambahkan
H2SO4 28 hari
sampai pH<2
Oksigen
Kimia
Khlorida
P,G
100
Tanpa diawetkan
Sisa Khlor
P,G
500
Segera
tidak terbatas
dianalisis 2 jam
dilapangan
Khlorofil
P,G
500
Dibekukan
disimpan
dan 30 hari
dalam
ruang gelap
Warna
P,G
500
Pendinginan
48 jam
Sianida
P,G
500
Tambahkan
NaOH 14 hari
sampai
pH
>12
pendinginan
Fluorida
P
Minyak
dan G
Tanpa diawetkan
300
Tambahkan
H2SO4 28 hari
26
Lemak
tambahkan
pH<2,
dinginkan
Deterjen
P,G
1000
Disaring segera dan 28 hari
tambah
HNO3
sampai pH<2
Logam terlarut P,G
100-200
Ditambah
HNO3 6 bulan
sampai pH<2
Logam total
P,G
250
Tambahkan
H2SO4 6 bulan
tambahkan
pH<2,
dinginkan
Ammonia-N
P,G
250
Tambahkan
H2SO4 28 hari
tambahkan pH<2,
dinginkan
Nitrat-N
P,G
500
Tambahkan
H2SO4 48 jam
tambahkan
pH<2,
dinginkan
Nitrit-N
P,G
100
Dinginkan
Organik-N
P,G
100
Pendinginan tambah 28 hari
48 jam
H2SO4
Oksigen
G, botol KOB
500
terlarut
Pestisida
Segera dianalisis di
lapangan
G,(S)
300
Dinginkan
dan 7 hari
tambah
Na2S2O3
100mg
bila
sisa
khlorin ada
pH
P,G
1000
Segera dianalisis
Fenol
G
500
Dinginkan
2 jam
dan 28 hari
27
tambahkan
H2SO4
sampai pH<2
Fosfat
G(A)
100
Untuk fosfat terlarut 48 jam
disaring
segera
dinginkan
Residu/Solid
P,G
500
Dinginkan
Salinitas
G
250
Ditutup
14 hari
dengan 14 hari
lapisan lilin
Silica
P
50
Dinginkan
28 hari
Sulfat
P,G
100
Pendinginan
28 hari
Sulfida
P,G
100
Tambahkan 4 tetes 28 hari
tes 2N seng Asetat
/100ml,
atau
didinginkan
Temperature
segera dianalisis di
lapangan
Kekeruhan
P,G
Simpan
250
ditempat 48 jam
gelap
CATATAN LAPANGAN
Nama sumber air
:
………………………………………
Lokasi
:
………………………………………
28
Tanggal dan waktu
:
....................................................
Temperatur air/udara
:
………………………………………
Tinggi muka air/debit/kedalaman air sumur
:
………………………………………
Keadaan cuaca
:
………………………………………
Keadaaan fisik sumber air
:
………………………………………
Hasil pemeriksaan diLapangan
:
pH
Oksigen
Terlarut
:...................
:...................
Nama petugas
:
DHL
:....................
Alkalinitas
: …………….
Asiditas
: …………….
...............................................................
Sketsa Lokasi
:
...............................................................
Teknik Pengambilan Sampel Untuk Pemeriksaan Plankton Dan Benthos
Tahap-tahap yang harus dilakukan sebelum kita melakukan pengambilan
sample khususnya sampel yang akan diperiksa parameter Plankton dan Benthos
meliputi:
1. Persiapan Bahan dan Alat
2. Teknik Pengambilan Sampel
1. Persiapan Bahan dan Alat
Setelah penetapan titik sampling dilakukan pada saat observasi di lapangan
dan penentuan jumlah sampel, langkah yang harus dilakukan berikutnya adalah
29
mempersiapkan Bahan dan Alat yang akan dipergunakan dalam proses
pengambilan sampel.
Bahan dan Alat yang harus dipersiapkan dalam pengambilan sampel Plankton dan
Benthos meliputi :
a. Formalin 40% sebagai bahan pengawet sampel.
b. Alat transportasi
c. Plankton Net
d. Grap ponar
e. Botol Flakon Volume 20 mL
f. Gayung Volume 1liter berskala
g. Termometer
h. pH meter
i. Tas Sampling
j. Kantong Plastik (Plastic Bag)
k. Label Sampel
l. Buku Sampling (untuk mencatat data lapangan)
m. Salinometer (untuk mengukur kadar garam)
2. Teknik Pengambilan Sampel Plankton
Langkah-langkah pengambilan sampel dapat dilakukan dengan cara sebagai
berikut:
•
Siapkan Plankton Net, selanjutnya tabung penampung sampel
berskala (volume 50 mL) dipasang pada bagian bawah Plankton
NET
•
Siapkan botol flakon 2 buah sebagai tempat sampel beserta tutup
(dapat dari plastik dan karet gelang)
•
Ambilah sampel dengan gayung sebanyak 10 liter (10 kali),
masing-masing disaring dengan Plankton Net (sangat tergantung
tingkat kekeruhan, semakin keruh semakin sedikit volume yang
tersaring).
30
•
Pindahkan sampel yang tertampung ke dalam tabung penampung
berskala pada botol flakon masing- masing 20 mL (salah satu
botol digunakan untuk sampel yang diawetkan dengan formalin
40% sebanyak 1 tetes).
•
Tutuplah botol Flakon dengan plastik diikat dengan kareng
gelang.
•
Berilah label pada Flakon yang telah ada kode sampelnya dan
berikan tanda yang berbeda pada botol Flakon yang diawetkan.
•
Catatlah data lapangan yang meliputi kondisi cuaca, lokasi titik
sampling, pH suhu Air, Salinitas dan data lapangan lain yang
dianggap penting seperti beberapa saluran yang masuk ke badan
sungai, vegetasi yang menyebabkan badan sungai terlindung dari
cahaya matahari
•
Masukkan botol flankton ke dalam kantong plastik dan ikat
dengan karet selanjutnya dimasukkan ke dalam tas sampling
3. Teknik Pengambilan Sampel Benthos
Pengambilan sampel Benthos dilakukan dengan menggunakam alat Ponar
Grap Sampler. Berdasarkan habitatnya, Benthos dapat dibedakan menjadi
Meibenthos dan Benthos. Meibenthos hampr menyerupai zooplankton karena
sifatnya mudah berpindah tempat akibat adanya aliran air/arus. Langkah-langkah
yang dilakukan dalam pengambilan sampel benthos adalah sebagai berikut:
•
Masukkan Ponar Grap Sampler ke dalam
obyek (perairan) sampling
sampai menyentuh dasar. Pada saat Ponar Grap Sampler menyentuh dasar
kendorkan tali agar Grap terbuka
•
Tariklah tali ke atas (diharapkan lumpur dan material lain dapat masuk ke
dalam Grap), selanjutnya sampel yang ada di dalam Grap dipindahkan ke
dalam kantong plastik, tutup kantong plastik hingga rapat, berikan label
31
sampel yang telah tertulis kode sampel. Kantong plastik selanjutnya
dimasukkan kedalam tas sampling.
•
Catatlah data lapangan di dalam buku sampling seperti pada pengambilan
sampel plankton.
Latihan:
1. Sebutkan alat-alat, bahan-bahan, serta teknik pengambilan hingga
penyimpanan sampel air permukaan sungai untuk analisa karbon organik
total.
2. Jika Anda diminta untuk melakukan pengambilan sampel di danau yang
bertujuan untuk mengetahui potensi pencemaran dari beberapa warung dan
persawahan di sekitar danau, ceritakanlah langkah-langkah pengambilan
sampel
termasuk
parameter-parameter
yang
diuji
dan
titik-titik
pengambilan sampelnya.
32
BAB II
PARAMETER FISIK KUALITAS AIR
Kompetensi dasar: setelah mengikuti perkuliahan ini, mahasiswa dapat
menjelaskan tentang sifat parameter fisik air dan cara
pengukurannya.
Indikator hasil belajar: mengkaji dan mendiskusikan tentang beberapa
parameter fisik kualitas air dan pengukurannya.
2.1. Pendahuluan
Parameter-parameter fisika yang biasa digunakan untuk menentukan
kualitas air adalah suhu, daya hantar listrik, kekeruhan, padatan total, padatan
terlarut, padatan tersuspensi, pH, bau, dan warna. Masing-masing parameter
tersebut dapat diakibatkan oleh sumber-sumber kimia dan biologi.
2. 2. Suhu
Suhu suatu badan air dipengaruhi oleh musim, lintang (latitude),
ketinggian dari permukaan laut (altitude), waktu dalam hari, sirkulasi udara,
penutupan awan, dan aliran serta kedalaman badan air. Perubahan suhu
berpengaruh terhadap proses fisika, kimia dan biologi badan air. Suhu juga sangat
berperan mengendalikan kondisi ekosistem perairan.
Peningkatan suhu mengakibatkan penurunan viskositas, peningkatan
reaksi kimia, evaporasi, dan volatisasi. Peningkatan suhu juga menyebabkan
penurunan kelarutan gas dalam air, misalnya gas O2, CO2, N2, CH4, dan
sebagainya. Selain itu, peningkatan suhu juga menyebabkan peningkatan
kecepatan
metabolisme
dan
respirasi
organisme
air,
dan
selanjutnya
mengakibatkan peningkatan konsumsi oksigen oleh organisme akuatik sekitar 2 –
3 kali lipat. Namun, peningkatan suhu ini disertai dengan penurunan kadar
oksigen terlarut sehingga keberadaan oksigen sering kali tidak mampu memenuhi
kebutuhan oksigen bagi organisme akuatik untuk melakukan proses metabolisme
dan respirasi. Peningkatan suhu juga menyebabkan terjadinya peningkatan
33
dekomposisi bahan organik oleh mikroba. Kisaran suhu optimum bagi
pertumbuhan fitoplanton di perairan adalah 20o C – 30o C.
Pada umumnya, suhu dinyatakan dengan satuan derajat Celsius (o C) atau
derajat Fahrenhait (o F). Pengukuran suhu pada kolom air dengan kedalaman
tertentu
dapat
dilakukan
dengan
menggunakan
reserving
thermometer,
thermophone, atau thermistor.
2.3. Kekeruhan
Kekeruhan disebabkan oleh adanya bahan organik dan anorganik yang
tersuspensi dan terlarut (misalnya lumpur dan pasir halus), maupun bahan
anorganik dan organik yang berupa planton dan mikroorganisme lain. Kekeruhan
dinyatakan dalam satuan unit turbiditas, yang setara dengan 1 mg/liter SiO2.
peralatan yang pertama kali digunakan untuk mengukur turbiditas atau kekeruhan
adalah Jackson Candler Turbidimeter yang dijadikan sebagai alat baku atau
standar bagi pengukuran kekeruhan. Satu unit turbiditas Jackson Candler
Turbidimeter dinyatakan dengan satuan 1 JTU. Pengukuran kekeruhan dengan
menggunakan
Jackson
Candler
Turbidimeter
bersifat
visual,
yaitu
membandingkan air sampel dengan air standar.
Selain dengan menggunakan Jackson Candler Turbidimeter, kekeruhan
sering diukur dengan metode Nephelometric. Pada metode ini, sumber cahaya
dilewatkan pada sampel dan intensitas cahaya yang dipantulkan oleh bahan-bahan
penyebab kekeruhan diukur dengan menggunakan suspensi polimer formazin
sebagai larutan standar. Satuan kekeruhan yang diukur dengan metode
Nephelometric adalah NTU (Nephelometic Turbidity Unit). Satuan JTU dan NTU
sebenarnya dapat saling mengonversi, akan tetapi Sawyer dan McCarty (dalam
Effendi, 2003) mengemukakan bahwa 40 NTU setara dengan 40 JTU.
Dalam
pengolahan
air
maupun
pengolahan
limbah
cair
untuk
menghilangkan kekeruhan penentuan effektivitas koagulasi dari koagulan dapat
dilakukan dengan menggunakan Jar Test. Penentuan effektivitas koagulasi dengan
Jar Test berdasarkan prinsip pengadukan cepat dan pengadukan lambat untuk
pembentukan dan pengendapan flok-flok dari proses koagulasi dan flokulasi.
34
Padatan tersuspensi berkorelasi positif dengan kekeruhan. Semakin tinggi
nilai padatan tersuspensi, nilai kekeruhan juga semakin tinggi. Akan tetapi,
tingginya padatan terlarut tidak selalu diikuti dengan tingginya kekeruhan,
misalnya air laut memiliki nilai padatan terlarut tinggi, tetapi tidak berarti
memiliki kekeruhan yang tinggi.
Kekeruhan pada perairan yang tergenang (lentik), misalnya danau, lebih
banyak disebabkan oleh bahan tersuspensi yang berupa koloid dan partikelpartikel halus; sedangkan kekeruhan pada sungai yang sedang banjir lebih banyak
disebabkan oleh bahan-bahan tersuspensi yang berukuran besar, yang berupa
lapisan permukaan tanah yang terbawa oleh aliran air pada saat hujan. Kekeruhan
yang tinggi dapat mengakibatkan terganggunya sistem osmoregulasi, misalnya,
pernafasan dan daya lihat organisme akuatik, serta dapat menghambat penetrasi
cahaya ke dalam air. Tingginya nilai kekeruhan juga dapat mempersulit usaha
penyarikan dan mengurangi efektivitas desinfeksi pada proses penjernihan air.
Kekeruhan dihilangkan melalui pembubuhan sejenis bahan kimia dengan
sifat-sifat tertentu yang disebut flokulan. Umumnya flokulan tersebut adalah
sejenis tawas, namun dapat pula garam Fe(III), atau suatu polielektrolit organic.
Selain pembubuhan flokulan, diperlukan juga pengadukan sampai flok-flok
terbentuk. Flok-flok ini mengumpulkan partikel-partikel kecil dan koloid tersebut
dan akhirnya bersama-sama mengendap.
Untuk menentukan dosis yang optimal flokulan dan nilai-nilai parameter
lain seperti pH, jenis flokulan yang akan digunakan dalam proses flokulasi, dan
sebagainya dilakukan Jar Test. Jar Test merupakan model sederhana proses
flokulasi.
Prinsip Jar Test
Suatu larutan/koloid yang mengandung partikel-partikel kecil dan koloid
dapat dianggap stabil bila:
1. Partikel-partikel kecil ini terlalu ringan untuk mengendap dalam waktu
yang pendek (beberapa jam),
2. Partikel-partikel tersebut tidak dapat menyatu, bergabung dan menjadi
partikel yang lebih besar dan berat, karena muatan elektris pada
35
permukaan partikel-partikel sama (biasanya negatif), sehingga ada gaya
tolak elektrostatis antara partikel satu dengan lainnya.
Dengan pembubuhan flokulan seperti disebutkan di atas, maka stabilitas tersebut
akan terganggu karena:
-
Sebagian kecil tawas tinggal terlarut dalam air. Molekul-molekul ini dapat
menempel pada permukaan koloid dan mengubah muatan elektrisnya
karena sebagian molekul Al bermuatan positif sedangkan koloid biasanya
bermuatan negatif (pada pH 5 sampai 8).
-
Sebagian besar tawas tidak terlarut dan akan mengendap sebagai flok
Al(OH)3 yang dapat mengurung koloid dan membawanya ke bawah.
Proses ini umumnya paling efesien.
Tawas (alum) dapat terdiri dari:
-
Al2(SO4)3.11H2O atau ---.14H2O, atau ---.18H2O, komposisi tawas sebagai
hasil tambang adalah Al2(SO4)3 ± 14 H2O, kristal dengan mutu p.a.
bersifat 18 H2O;
-
AlK(SO4)2.xH2O.
Kalau garam tersebut dimasukkan dalam air, maka akan terbentuk:
-
Molekul yang terlarut; pada pH<7 : Al(OH)2+, Al(OH)24+, Al2(OH)24+
-
Molekul yang terlarut; pada pH>7 : Al(OH)4-
-
Flok-flok Al(OH)3 yang mengendap berwarna putih. Supaya proses
tersebut efesien, flok-flok harus terbentuk dengan baik. Yaitu melalui
pengadukan yang cukup lama kira-kira 15 menit. Proses pembentukan
flok-flok ini yang berlangsung pada pH 6 sampai 8 dan disebut flokulasi.
-
Proses flokulasi terdiri dari tiga langkah:
1. Pelarutan reagen melalui pengadukan cepat (1 menit; 100 rpm), bila
perlu juga pembubuhan bahan kimia (sesaat) untuk koreksi pH.
2. Pengadukan lambat untuk membentuk flok-flok (15 menit; 20 rpm).
pengadukan yang terlalu cepat dapat merusak flok yang telah
terbentuk.
3. Pemisahan flok-flok dengan koloid yang terkurung dari larutan melalui
sedimentasi (15 menit atau 30 menit; 0 rpm).
Hidrolisis atom Al dalam air menurut reaksi umum adalah sebagai berikut:
36
Al2(SO4)3 + 6 H2O ↔ 2 Al(OH)3 + 6 H+ + SO42-
(2.1)
Reaksi tersebut menyebabkan pembebasan ion H+, sehingga pH larutan
berkurang. Akibat efek pengasaman ini, maka proses flokulasi tidak dapat
berlangsung dengan baik dalam air yang mengandung kadar Al yang tinggi,
karena pH terlalu rendah sedangkan untuk membentuk Al(OH)3 membutuhkan pH
6 sampai 8. Asam akan ternetralkan bila kapasitas buffer yakni alkalinity dalam
air cukup tinggi. Pada proses flokulasi selain zat padat berupa partikel dan koloid
tersebut, juga warna (pH<7) dan sedikit fosfat dan logam terlarut terbawa dan
diendapkan oleh flok-flok Al(OH)3.
Gangguan
Proses flokulasi sebenarnya tidak bisa terganggu. Namun efesiensi proses
tersebut sangat dipengaruhin oleh beberapa faktor seperti kadar dan jenis zat
tersuspensi, pH larutan, kadar dan jenis flokulan, waktu dan kecepatan
pengadukan dan adanya beberapa ion terlarut tertentu (seperti fosfat, sulfat dan
sebagainya). Faktor- faktor ini kalau kurang optimal dapat menghalangi flokulasi.
Jar Test dapat digunakan untuk mencari nilai-nilai yang optimal melalui
percobaan dalam laboratorium.
2.4. Warna
Warna perairan biasanya dikelompokkan menjadi dua, yaitu warna
sesungguhnya (true color) dan warna tampak (apparent color). Warna
sesungguhnya adalah warna yang hanya disebabkan oleh bahan-bahan kimia
terlarut. Pada penentuan warna sesungguhnya, bahan-bahan tersuspensi yang
dapat menyebabkan kekeruhan dipisahkan terlebih dahulu. Warna tampak adalah
warna yang tidak hanya disebabkan oleh bahan terlarut, tetapi juga oleh bahan
tersuspensi.
Warna perairan ditimbulkan oleh adanya bahan organik dan bahan anorganik; karena keberadaan plankton, humus, dan ion-ion logam (misalnya besi
dan mangan), sertan bahan-bahan lain. Adanya oksida besi menyebabkan air
berwarna kemerahan, sedangkan oksida mangan menyebabkan air berwarna
kecoklatan atau kehitaman. Kadar besi sebanyak 0,3 mg/liter dan kadar mangan
37
sebanyak 0,005 mg/liter sudah cukup dapat menimbulkan warna pada perairan.
Kalsium karbonat yang berasal dari daerah berkapur menimbulkan warna hijau
pada perairan. Bahan-bahan organik, misalnya tanin, lignin, dan asam humus yang
berasal dari dekomposisi tumbuhan yang telah mati menimbulkan warna
kecoklatan.
Warna dapat diamati secara visual (langsung) ataupun diukur berdasarkan
skala platinum kobalt (dinyatakan dengan satuan PtCo), dengan membandingkan
warna air sampel dan warna standar. Air yang memiliki kekeruhan rendah
biasanya memiliki nilai warna tampak dan warna sesungguhnya yang sama
dengan standar
Warna perairan pada umumnya disebabkan oleh partikel koloid bermuatan
negatif, sehingga penghilangan warna di perairan dapat dilakukan dengan
penambahan koagulan yang bermuatan positif, misalnya aluminium dan besi.
Warna perairan juga disebabkan oleh ledakan (blooming) fitoplankton (algae).
Fenomena peledakan salah satu jenis alge inilah yang menyebabkan perairan
memiliki warna yang sangan berbeda dengan perairan di sekitarnya. Kondisi
seperti ini di perairan laut dikenal dengan istilah red tide.
2.5. Konduktivitas
Konduktivitas (Daya Hantar Listrik/DHL) adalah gambaran numerik dari
kemampuan air untuk meneruskan aliran listrik. Oleh karena itu, semakin banyak
garam-garam terlarut yang dapat terionisasi, semakin tinggi nilai pula nilai DHL.
Reaktifitas, bilangan valensi dan konsentrasi ion-ion terlarut sangan berpengaruh
terhadap nilai DHL. Asam, basa, dan garam merupakan penghantar listrik
(konduktor) yang baik, sedangkan bahan organik, misalnya sukrosa dan benzena
yang tidak dapat mengalami disosiasi, merupakan penghantar listrik yang jelek.
Konduktivitas dinyatakan dengan satuan umhos/cm atau
Siemens/cm.
Kedua satuan tersebut setara. Air suling (aquades) memiliki nilai DHL sekitar 1
µmhos/cm (Boyd, 1988 dalam Effendi). Perairan laut memiliki nilai DHL yang
sangat tinggi karena banyak mengandung garam terlarut . limbah industri
memiliki nilai DHL mencapai umhos/cm.
38
2.6. Padatan Total, Terlarut, dan Tersuspensi
Padatan total (residu) adalah bahan yang tersisa setelah air sampel
mengalami evaporasi dan pengeringan pada suhu tertentu. Residu dianggap
sebagai kandungan total bahan terlarut dan tersuspensi dalam air. Selama
penentuan residu ini, sebagian besar berkabonat yang merupakan anion utama di
perairan telah mengalami transformasi menjadi karbondioksida, sehingga
karbondioksida dan gas-gas lain yang menghilang pada saat pemanasan tidak
tercakup dalam nilai padatan total (Boyd, 1988 dalam Effendi ). Padatan yang
terdapat di perairan diklasifikasikan berdasarkan ukuran diameter partikel, seperti
yang ditunjukkan dalam Tabel 2.1.
Tabel 2.1. Klasifikasi Padatan di Perairan Berdasarkan Ukuran Diameter
Klasifikasi Padatan
1. Padatan terlarut
2. Koloid
3. Padatan
tersuspensi
Ukuran Diameter (µm)
Ukuran Diameter
(mm)
< 10-3
< 10-6
10-3 – 1
10-6 - 103
>1
>10-3
Padatan tersuspensi total (Total Suspended Solid atau TSS) adalah bahanbahan tersuspensi (diameter >1 µm) yang tertahan pada saringan millipore dengan
diameter pori 0,45 µm. TSS terdiri atas lumpur dan pasir halus serta jasad-jasad
renik, yang terutama disebabkan oleh kikisan tanah atau erosi tanah yang terbawa
ke badan air.
Settleable solid adalah jumlah padatan tersuspensi yang dapat diendapkan
selama periode waktu tertentu dalam wadah yang berbentuk kerucut terbalik
(imhoff cone). Padatan terlarut total (Total Dissolved Solid atau TDS) adalah
bahan-bahan terlarut (diameter <10-6 mm) dan koloid (diameter 10-6 mm – 10-3
mm) yang berupa senyawa-senyawa kimia dan bahan-bahan lain, yang tidak
tersaring pada kertas saring berdiameter 0,45 µm. TDS biasanya disebabkan oleh
39
bahan anorganik yang berupa ion-ion yang biasa ditemukan di perairan. Adapun
ion-ion yang biasa terdapat di perairan ditunjukkan dalam Tabel 2.2.
Tabel 2. 2. Ion – Ion yang Biasa Ditemukan di Perairan
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Major Ion (Ion Utama)
Secondary Ion (Ion Sekunder)
(1,0 – 1.000 mg/liter)
(0,01 – 10,0 mg/liter)
Sodium (Na)
Kalsium (Ca)
Magnesium (Mg)
Bikarbonat (HCO3)
Sulfat (SO4)
Klorida (Cl)
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Besi (Fe)
Strontium (Sr)
Kalium (K)
Karbonat (CO3)
Nitrat (NO3)
Fluorida (F)
Boron (B)
Silika (SiO2)
Sumber : Todd, 1970 dalam Hefni (2003).
Berdasarkan sifat volatilitas (penguapan) pada suhu 600o C, padatan
tersuspensi dan terlarut dibedakan menjadi volatile solids dan non volatile atau
fixed solids. Volatile solids adalah bahan organik yang teroksidasi pada
pemanasan dengan suhu 600o C, sedangkan non volatile solids adalah fraksi bahan
anorganik yang tertinggal sebagai abu pada suhu tersebut.
Dalam metode analisia zat padat dalam air, pengertian zat padat total
adalah semua zat-zat yang tersisa dalam residu dalam suatu bejana, bila sampel air
dalam bejana tersebut dikeringkan pada suhu tertentu. Zat pada total terdiri dari
zat padat terlarut dan zat padat terseuspensi yang dapat berupa bahan organic
maupun anaorganik seperti dijelaskan pada skema di bawah ini.
Zat Padat Terlarut
Zat Padat Total
Zat Padat Tersuspensi
Organis
Zat Padat Tersuspensi
Zat Padat Tersuspensi
Inorganis
Zat padat tersuspensi sendiri dapat diklasifikasikan lagi menjadi zat padat
terapung yang selalu berupa bahan organik dan zat padat terendap yang dapat
40
berupa bahan organic dan inorganic. Zat padat terendap adalah zat padat dalam
suspense yang dalam keadaan tenang dapat mengendap setelah waktu tertentu
karena pengaruh gaya beratnya. Penentuan zat padat terendap ini dapat melalui
volumenya, disebut analisis volum lumpur (Sludge volume), dan dapat melalui
beratnya disebut analisa lumpur kasar atau umumnya disebut zat padat terendap
(setteable solids).
Dimensi dari zat-zat pada di atas adalah dalam mg/L atau g/L, namun
sering pula ditemuai: “% berat” yaitu kg zat padat/kg larutan, atau “% volum”
yaitu dm3 zat padat/liter larutan.
Prinsip Analisis
Dalam Tabel 2.3 di bawah ini akan diuraikan secara singkat, prinsip
analisa dari masing-masing klasifikasi zat padat yang disebutkan di atas.
Tabel 2.3. Prinsip Penentuan dari Masing-masing Klasifikasi Zat Padat yang Ada
dalam Air.
Klasifikasi Zat
Padat
Zat padat total
= total solids
= residu total
Zat padat terlarut
= total dissolved
solid
= residu terlaurt
Prinsip Analisis
Sampel dikeringkan
suhu 105oC
Catatan (tujuan)
pada Parameter mutu air
Sampel disaring dengan
kertas saring; cairan yang
lolos
dikeringkan
pada
o
105 C hingga garam-garam
akan mengendap (presipitasi)
dahulu; sebetulnya juga
termasuk zat koloidal
Zat
padat Sampel disaring dengan
tersuspensi
kertas saring; kertas saring
=
total yang
mengandung
zat
tersuspensi dikeringkan pada
suspended solid
= residu suspensi 105oC selama 2 jam
Zat
padat
tersuspensi
organis
=
volatile
suspended solid
(VSS)
Sampel disaring dengan
kertas saring khusus atau
fiber glass; kertas saring atau
fiber glass yang mengandung
zat tersuspensi dikeringkan
dalam furnace pada 550oC
Parameter mutu air (derajat
keasinan); faktor koreksi
misalnya
untuk
diagram
kesadahan Caldwell-Lawrence
Parameter mutu air; disain
prasedimentasi,
flokulasi,
filtrasi pada pengolahan air
minum; disain pengendapan
primer pada pengolahan air
buangan; sedimentasi dalam
air sungai, drainase, dll.
Disain pengendapan primer,
sistem
lumpur
aktif,
pengendapan
skunder,
pengolahan
lumpur
pada
pengolahan
air
buangan;
komposisi
lumpur
pada
41
=
zat
padat
tersuspensi
volatile=residu
volatil
Zat
padat
tersuspensi
inorganic
=non
volatile
suspended solid
(NVSS)
= sisa pemijaran
=residu terikat
Zat
padat
terendap
=sttleable solids
= lumpur kasar
selama 1 jam; semua zat sungai.
organis hilang sebagai gas
H2O dan CO2.
Zat padat tersuspensi = zat Seperti pada zat padat organic
tersuspensi inorganic + zat di atas
tersuspensi organic; setelah
pembakaran
hanya
zat
inorganic yang tersisa
Sampel air didiamkan dalam
keadan tenang selama 0,5
sampai 2 jam (sesuai maksud
analisis); lumpur kasar akan
mengendap;
contoh
air
bagian atas dianalisis kadar
zat padat tersuspensinya. Zat
padat terendap = zat padat
tersuspensi
sebelum
pengendapan – zat padat
tersuspensi (dalam cairan)
setelah pengendapan
Volume lumpur
Sampel air sebesar 1 liter
=sludge volume
diendapkan
selama
0,5
sampai 2 jam (sesuai maksud
analisis)
dalam
kerucut
Imhoff; volume lumpur
dinyatakan dalam mL/L
Zat
padat Sampel yang lolos kertas
koloidal
saring biasa (pori = 0,45
μm).
Filter
membrane
menahan zat koloidal dan
juga
bakteri;
kemudian
dipanaskan pada 105oC
selama 1 jam.
Seperti pada zat padat
tersuspensi organik di atas
Seperti pada zat padat
tersuspensi organik di atas
Penelitian
flokulasi
dan
filtrasi; analisis mikrobiologi
2.7. Bau
Bau memang jarang menjadi perijinan polutan, tetapi mungkin dicegah
dalam prapengolahan. Bau seperti rasa adalah suatu ukuran pengaruh bahanbahan/polutan secara simulatan pada membran pernafasan manusia. Air murni
42
yang tidak tercemar adalah ukuran tanpa bau. Adanya bau dalam air limbah diakui
sebagai suatu potensi bahaya bagi lingkungan.
Uji keberterimaan bau adalah uji ambang batas bau di mana suatu sampel
diencerkan dengan air murni hingga akhirnya tidak berbau. Minimum Detectable
Threshold Odor Concentration (MDTOC) dilaporkan sebagai unit atau
pengenceran yang diperlukan untuk mengurangi bau hingga batas deteksinya.
Pada bagian berikut contoh suatu sampel diencerkan pada berbagai konsentrasi
dan bau diuji dengan penciuman.
Tabel 2.4. Detectable Threshold Odor Concentration
ml Sampel
ml air murni
Bau
100
0
Ada
50
50
Ada
25
75
Sedikit terdeteksi
10
90
Tanpa bau
Dalam contoh ini, MDTOC sama dengan volume sampel awal dibagi dengan
volume sampel di mana bau masih sedikit terdeteksi:
2.8. Rasa
Terdapat hanya empat bau sebenarnya yang dapat dikenali oleh lidah dan
syaraf sensorik:
• Pahit
• Asin
• Masam
• Manis
Rasa yang lainnya pada kenyataannya adalah bau. Rasa jarang didaftar sebagai
persyaratan perijinan tetapi terdapat tiga metode penentuan:
• uji ambang batas rasa
• penilaian peringkat rasa
• analisis profil rasa
43
Uji ambang batas rasa sama dengan uji bau dan adalah pengenceran terbesar dari
sampel menggunakan air murni yang menghasilkan rasa yang nampak jelas.
Penilaian peringkat rasa adalah suatu skala untuk memeringkat air minum dapat
diterima atau tidak. Analisis profil rasa adalah suatu perbandignan antara rasa air
limbah dengan kualitas sensor terdokumentasi yang ditetapkan dapat diterima oleh
tester terlatih.
2.9. pH
Air membentuk kesetimbangan seperti yang ditunjukkan dalam persamaan
reaksi (2.1) dan (2.2)
H3O+
2 H2O
+
(Ion hidronium)
OH(Ion hidroksil)
H+ + OH-
H2O
(2.2)
(2.3)
Ion hidrogen bersifat asam. keberadaan ion hidrogen menggambarkan nilai
pH (derajat kesamaan), yang dinyatakan dengan persamaan (2.4).
pH = - log [H+]
(2.4)
Konsentrasi ion hidrogen dalam air murni yang netral adalah 1 x 10-7 g/liter. Nilai
disosiasi air (Kw) pada suhu 25o C adalah 10-14 seperti yang ditunjukkan dalam
persamaan (2.5), (2.6), dan (2.7).
[H+] + [OH-] = Kw ; Kw = 10-14
[H + ] =
Kw
[OH− ]
=
10−14
10−7
(2.5)
g
g
= 10−7 �L , OH− = 10−7 �L (2.6)
1
pH = − log[H + ] = log [H+]
(2.7)
Klasifikasi nilai pH adalah sebagai berikut.
pH =7
: netral
7 <pH<14
: alkalis (basa)
0 <pH<7
: asam
Air yang mempunyai pH antara 6.7 sampai 8.6 mendukung populasi ikan
dalam kolam. Dalam jangkauan pH itu pertumbuhan dan pembiakan air tidak
terganggu. Ada ikan yang mampu hidup antara pH 5 sampai 9. Air yang masih
44
segar dari pegunungan biasanya mempunyai pH yang lebih tinggi. Makin lama pH
air akan menurun menuju suasana asam. Hal ini disebabkan pertambahan bahanbahan organik yang kemudian membebaskan CO2 jika mengurai. Pada umumnya
jika pH air itu kurang dari 7 dan lebih dari 8,5 kita harus hati-hati, karena
mungkin ada pencemaran seperti pabrik bahan kimia, pupuk, kertas, mentega,
keju dan sebagainya.
Kebasaan (Alkalinitas) air ialah suatu kapasitas air untuk menetralkan
asam. Hal ini disebabkan ada basa atau garam basa yang terdapat dalam air.
Misalnya, NaOH, Ca(OH)2, dan sebagainya. Garam basa yang sering dijumpai
adalah karbonat logam-logam natrium, kalsium, magnesium, dan sebagainya.
Kebasaan yang tinggi belum tentu pH-nya tinggi.
Pada umumnya, komponen utama yang memegang peran dalam
menentukan alkalinitas perairan adalah ion bikarbonat, ion karbonat dan ion
hidroksil.
HCO3-
+
H+
CO2
CO3-
+
H+
HCO3-
(2.9)
OH-
+
H+
H2O
(2.10)
+
H2O
(2.8)
Yang lainnya, yang sedikit menyumbang alkalinitas adalah amonia.
Alkalinitas umumnya dinyatakan sebagai alkalinitas fenolftalein yaitu
proses kondisi dengan asam untuk mencapai pH 9,3 dimana HCO3- merupakan
ion terbanyak, dan alkalinitas total merupakan kondisi dengan asam menuju titik
akhir indikator metil orange (pH 4,3), yang ditunjukkan oleh berubahnya kedua
jenis ion karbonat dan bikarbonat menjadi CO2.
Keasaman (asiditas) ialah kemampuan untuk menetralkan basa. Keasaman
yang tinggi belum tentu mempunyai pH yang rendah. Suatu asam lemah dapat
mempunyai keasaman yang tinggi, artinya mempunyai potensi untuk melepaskan
hidrogen. Contohnya ialah asam karbonat, asam asetat, dan asam organik lainnya.
Penyebab dari asiditas umumnya adalah asam-asam lemah seperti, HPO42-,
H2PO4-, CO2, protein dan ion-ion logam yang bersifat asam, terutama Fe3+.
Penentuan asiditas lebih sukar dibandingkan alkalinitas. Hal ini
disebabkan oleh adanya dua zat utama yang berperan yaitu CO2 dan H2S yang
keduanya mudah menguap, yang mudah hilang dari sampel yang diukur.
45
CO2
+
OH-
HCO3-
H2S
+
OH-
HS-
(2.11)
+
H2O
(2.12)
Hal tersebut berakibat terjadinya kesukaran dalam pengawetan contoh air
yang baik terhadap adanya gas-gas tersebut untuk di analisa.
Asiditas dibedakan antara asiditas bebas dan total. Asiditas bebas
disebabkan oleh asam kuat seperti asam klorida dan asam sulfat. Asiditas bebas
dapat banyak menurunkan pH. Asiditas total terdiri dari keasaman bebas ditambah
asiditas yang disebabkan oleh asam lemah. Menurut APHA (1976), pada dasarnya
asiditas menggambarkan kapasitas kuantitatif air untuk menetralkan basa hingga
pH tertentu, yang dikenal dengan sebutan base-neutralizing capacity (BNC).
Asiditas bebas ditentukan oleh situasi dengan basa sampai titik akhir
indikator metil jingga pada pH 4,3 dan asiditas total ditentukan oleh situasi
dengan basa sampai titik akhir fenolftalein (pH 8,3).
pH juga berkaitan erat dengan karbondioksida dan alkalinitas. Pada pH <
5, alkalinitas dapat mencapai nol. Semakin tinggi nilai pH, semakin tinggi pula
nilai alkalinitas dan semakin rendah kadar karbondioksida bebas. Larutan yang
bersifat asam (pH rendah) bersifat korosif.
pH juga mempengaruhi toksisitas suatu senyawa kimia. Senyawa
ammonium yang dapat terionisasi banyak ditemukan pada perairan yang memiliki
pH rendah. Ammonium bersifat tidak toksik (innocuous).namun, pada suasana
alkalis (pH tinggi) lebih banyak ditemukan ammonia yang tidak terionisasi
(unionized) dan bersifat toksik. Ammonia tak terionisasi ini lebih mudah diserap
ke dalam tubuh organisme akuatik dibandingkan dengan ammonium.
Nilai pH dapat diukur dengan menggunakan metode kolorimetri dan
potensiometri. Pada metode kolorimetri dilakukan dengan menggunakan
indikator. Indikator adalah bahan organik yang akan berwarna dalam keadaan
tertentu. Kalau keadaan berubah, warna indikator ikut berubah pula. Ada indicator
yang peka terhadap reaksi dengan salah satu logam, dan ada beberapa indikator
yang peka terhadap nilai pH. Kalau pH larutan lebih besar (larutan bersifat basa)
dari nilai pH yang ditentukan untuk indicator tertentu, warna “basa” terlihat,
sedangkan kalau di bawah nilai pH tersebut warna “asam” terlihat. Antara daerahdaerah tersebut ada daerah peralihan sepanjang kira-kira 1,5 satuan pH.
46
Pada metode potensiometri digunakan pH meter. pH meter terdiri dari dua
bagian: potensio atau mV-meter dan elektrode. Biasanya elektrode adalah
elektrode ganda yang terdiri dari:
-
Elektrode kaca: didalamnya ada larutan HCl atau buffer tertentu dan
elektrode besi intern. Ion H+ dari laurtan sampel menempel pada dinding
kaca elektroda hingga tegangan (potensial) muncul antara sisi dinding
kaca yang khusus tersebut.
-
Elektroda referensi: terdiri dari “half cell” Hg/HG2CL2 (kalomel) yang
berhubungan dengan larutan sampel melalui “jembatan garam” (elektrolit)
KCl dan membrane. Membrannya terbuat dari kwarts atau keramik yang
porus. Karena pentingnya hubungan antara kalomel (yang ternedam
elektrolit) di dalam electrode dengan larutan sampel maka membrane
harus bersih dan basah dan elektrolit bebas dari gelembung udara. Larutan
KCl di dalam elektrode harus jenuh artinya, hablur KCl masih berada
dalam larutannya. Elektroda referensi ini disebut elektroda kalomel dan
dengan
elektroda
kaca
merupakan
satu
sel
elektrokimia
yang
menyebabkan perbedaan potensial elektris antara kedua elektroda tersebut.
Elektroda kalomel adalah referensi karena tegangan “half-cell” nya tetap
sama.
Ada juga elektrode yang merupakan gabungan dari elektrode kaca dan
elektrode referensi dalam satu tabung. Selain dari half cell kalomel, juga ada
sistem referensi lain seperti Ag/AgCl. Tegangan yang diukur pH meter tergantung
dari keadaan larutan sampel di sekitar elektroda kaca, dan diukur sebagai mV.
Nilai mV perlu distandarkan terhadap pH yang sebenarnya dalam larutan sampel.
Larutan buffer dengan kadar pH yang sudah diketahui dapat digunakan untuk
mendapatkan nilai mV standar tersebut.
2.10. Potensial Redoks
Potensial redoks (reduksi dan oksidasi) atau Oxidation-Reduction
Potential (ORP) yang menggambarkan aktifitas elektron (e) diperairan adalah
47
potensi larutan untuk mentransfer elektron dari suatu oksidan kepada reduktan.
Suatu bahan dikatakan mengalami oksidasi jika kehilangan elektron dan dikatakan
mengalami reduksi jika menerima elektron. Adapun contoh proses oksidasi
reduksi ditunjukkan dalam persamaan (2.13).
Fe3+ + eFe 2+
(2.13)
3+
Pada persamaan (2.13), ion ferri (Fe ) memperoleh elektron atau
mengalami reduksi menjadi ion ferro (Fe2+) ; sedangkan ion ferro kehilangan
elektron atau mengalami oksidasi menjadi ion ferri. Proses oksidasi ferro karbonat
menjadi ferri hidroksida yang melibatkan oksigen ditunjukkan dalam persamaan
reaksi (2.14).
4 Fe (HCO3)2 + 2H2O + O2
4Fe (OH)3 + 8CO2
larut
(2.14)
mengendap
Adapun parameter ORP dilatarbelakangi oleh kenyataan bahwa suatu sistem,
dalam hal ini larutan, mengalami proses aksidasi sehingga terjadi perubahan yang
terus-menerus dari perbandingan (rasio) antara bentuk teroksidasi dan tereduksi.
Potensi redoks mempengaruhi proses kimia yang terjadi di perairan. Pada
penentuan potensi redoks, parameter yang diukur adalah elektroda hydrogen. ORP
dinyatakan dengan persamaan (2.15).
ORP = E0 −
0,059
Z
(produk)
x log (reaktan)
(2.15)
Reaksi yang terjadi pada kondisi aerob memiliki nilai ORP > 200 mV,
sedangkan reaksi pada kondisi anaerob memiliki nilai ORP < 50mV. Perairan
dengan kadar oksigen jenuh, pH 7, dan kondisi suhu 250 C memiliki nilai ORP
0,80 Volt. Perairan alami biasanya memiliki nilai ORP berkisar antara 0,45 – 0,52
Volt.
Nilai ORP sedikit dipengaruhi oleh suhu, namun sangat dipengaruhi oleh
kadar oksigen. Pada lapisan hipoliminion, nilai ORP dapat mencapai nol. Pada
lumpur dasar perairan yang memiliki kondisi anaerob, nilai ORP dapat mencapai
–0,1 Volt.
Beberapa nilai redoks dari proses oksidasi dan reduksi beberapa ion dan
kadar oksigen terlarut ditunjukkan dalam Table 2.5.
48
Tabel 2.5. Potensi Redoks Beberapa Ion Serta kadar Oksigen Terlarut yang
Menyertai Proses Oksidasi dan Reduksi
Ion
1.
2.
3.
4.
NO3- menjadi NO2NO2- menjadi NH3
Fe3+ menjadi Fe2+
SO42 menjadi S2-
Potensi Redoks
(Volt)
Kadar Oksigen
Terlarut
(mg/liter)
0,40 – 0,45
4,0
0,35 – 0,40
0,4
0,20 – 0,30
0,1
0,06 – 0,10
0
Sumber : Cole (1988) dalam Effendi
49
2.11. Pemantauan Polutan-Polutan Fisik
Suspended Solid
Tidak ada nilai total suspended solid (TSS) yang dapat dipantau karena
TSS mengandung inorganik dan harus disampel dan diuji. Melalui estimasi
volatile suspended solids, suatu estimasi yang lebih akurat terhadap kandungan
organik dapat ditentukan dengan menggunakan total carbon (TC) atau total
organik carbon (TOC) analiser. Dalam peralatan pengujian ini sejumlah kecil
sampel dibakar dan secara otomatis menentukan kandungan karbon total. TOC
diperoleh dengan mengurangkan karbon inorganik (CO dan CO2) dan hanya
melaporkan karbon organic total sebagai ukuran yang lebih akurat dari kandungan
organik. Analiser TC atau TOC dapat dipasang online dengan air limbah tetapi
harus dilengkapi dengan saringan padatan (solids filter). Filter ini akan
menyisihkan sebagian besar padatan tersuspensi, sehingga hanya padatan terlarut
yang
terindikasikan.
Untuk
mengeliminasi
pengaruh
ini,
sampel
yang
mengandung padatan tersuspensi dapat dilarutkan dengan asam untuk
menstabilisasi padatan sebelum diinjeksikan ke analiser.
Total dissolved solids dapat didekati secara online menggunakan
conductivity meter. Suatu conductivity meter mengukur konduktivitas elektrik
yang sebanding dengan padatan terlarut dalam air. Beberapa sistem air input
untuk cooling tower dan boiler menggunakan online conductivity meter dengan
mensirkulasi sebagian air untuk mencegah pengkerakan yang diakibatkan oleh
kandungan kalsium dan magnesium yang tinggi.
Color
(warna)
dapat
dipantau
secara
kontinyu
menggunakan
spektrofotometer dimana warna dibedakan menggunakan panjang gelombang
cahaya. Adapun bau maupun rasa tidak dapat dimonitor secara kontinyu.
Temperatur dapat dimonitor secara kontinyu menggunakan thermometer.
Settleable dan flotable solids tidak dapat dimonitor dan harus disampel dan diuji.
Turbidity tidak dapat diukur secara online dengan suatu cahaya yang didispersikan
turbidimeter pada padatan rendah atau cahaya berpencar pada permukaann
turbidimeter untuk kandungan padatan yang tinggi.
50
2.12. Sampling Polutan-Polutan Fisik
Tujuan dari sampling adalah untuk mengumpulkan sejumlah kecil sampel
dan dapat ditangani dan diangkut secara efisien serta dapat merepresentasikan
badan atau sumber air yang diamati. Kesalahan umum dalam sampling adalah
sampel bukan bagian dari aliran air limbah normal seperti tertangkapnya sedimen
dari dinding atau bagian bawah saluran.
Sampel yang mengandung padatan yang dapat diendapkan. Suatu
saluran atau pipa mengandung padatan yang dapat mengendap pada kecepatan
kurang dari 2 fps akan memiliki konsentrasi padatan tersuspensi yang lebih besar
pada bagian dekat dasar. Oleh karena itu, hal ini dapat menjadikan sampel tidak
representatif. Tetapi, sampel harus diambil pada suatu titik yang jauh dari
permukaan dimana terdapat aliran dan campuran yang baik. Mengingat padatan
yang dapat mengendap mempengaruhi pengujian untuk padatan tersuspensi dan
mungkin juga turbiditas, penyebab-penyebab ini harus dipertimbangkan dalam
pengujian parameter-parameter tersebut.
Sampel yang mengandung bahan yang melayang. Air limbah yang
mengandung bahan-bahan yang dapat melayang tidak akan dikhususkan bila
tidak distratafikasi. Pertimbangan terhadap bahan-bahan ini menjadi penting
karena beberapa bahan-bahan kimia memiliki spesifik gravity yang berbeda dan
tidak saling larut atau tidak bercampur secara sempurna.
Sampel yang mengandung padatan yang mudah menguap. Aktivitas
biologis dapat mengurangi atau meningkatan keberadaan bahan-bahan volatil.
Dalam upaya untuk menghentikan aktivitas biologis, suatu sampel yang
mengandung
bahan volatil harus diawetkan pada temperature 4°C diantara
sampling dan pengujian. Dalam fasilitas pengolahan secara biologi, mengingat
padatan volatil berkurang terhadap waktu, suatu sampel harus diambil pada suatu
titik yang representative terhadap informasi yang diinginkan seperti, influen,
effluen, atau porsi jarak dari bak.
Temperatur Sampel. Mengingat air terpadat pada 4°C, kedalaman dari
sampel air limbah adalah sangat penting. Suatu air limbah dapat juga kehilangan
panas melalui suatu proses. Bila sampel diambil tidak dalam, disarankan bahwa
51
suatu sampel representatif diambil pada influen atau efluen vesel tergantung pada
penggunaan hasilnya.
Latihan:
1. Sebutkan penggolongan padatan di perairan berdasarkan ukuran
diameternya.
2. Sebutkan ion-ion utama di perairan.
3. Bagaimana pengaruh CO2 terhadap pH air.
52
BAB III
PARAMETER KIMIA KUALITAS AIR
Kompetensi dasar: setelah mengikuti perkuliahan ini, mahasiswa dapat
menjelaskan tentang sifat parameter kimia air dan cara
pengukurannya.
Indikator hasil belajar: mengkaji dan mendiskusikan tentang beberapa
parameter kimia kualitas air dan pengukurannya.
3.1. Pendahuluan
Beberapa konsep kimia yang sering digunakan dalam penentuan parameter
kimia air adalah sebagai berikut :
1. Berat ekuivalen, yaitu perbandingan antara berat molekul dan jumlah mol dari
ion H+. Perhitungan berat ekuivalen ditunjukkan dalam persamaan (2.1).
BE =
BM
(3.1)
z
Keterangan : BE = Berat Ekuivalen
BM = Berat molekul
z
= Jumlah mol H+ yang diperoleh dari 1 mol asam (untuk
asam), atau Jumlah mol H+ yang dapat bereaksi dengan
1 mol biasa (untuk basa).
Ion-Ion yang terlarut dalam air, terutama yang dapat terionisasi, sering
dinyatakan dengan berat ekuivalen yang berupa mili-ekuivalen/liter.
Penentuan mili-ekuivalen/liter ion ini mengikuti persamaan (3.2).
Mili − ekuivalen =
mg ion
berat ekuivalen
(3. 2)
Contoh perhitungan :
Soal
: Tentukan mili-ekuivalen 1 g Ca2+ !
Penyelesaian
: Berat ekuivalen Ca2+ adalah 40,08 : 2 = 20,04.
53
Sehingga mili-ekuivalen 1g Ca2+ adalah
1 : 20,04 = 0,0499 mili-ekuivalen.
Konversi mg/liter Ca2+ menjadi mili-ekuivalen/liter dilakukan melalui
perkalian dengan faktor 0,0499 dan konversi mili-ekuivalen/liter menjadi
mg/liter Ca2+ dilakukan melalui perkalian dengan factor 1 : 0,0499 = 20,04
(Cole, 1988). Beberapa faktor konversi ion-ion utama dalam air ditunjukkan
dalam Tabel 3.1.
Tabel 3.1. Faktor Pengali untuk Mengkonversi mg/liter Ion-Ion Utama di
Perairan Menjadi mili-ekuivalen dan sebaliknya
Ion-Ion
Utama
1. Ca2+
2. Mg2+
3. Na+
4. K+
5. HCO36. CO27. SO428. ClSumber : Cole, 1988
Mili-ekuivalen = mg x
Faktor Pengali di Bawah
ini
0,04990
0,08224
0,04350
0,02558
0,01639
0,03333
0,02082
0,02820
Mg=mili-ekuivalen x
Faktor Pengali di bawah
ini
20,04
12,16
22,99
39,10
61,02
30,01
48,03
35,46
2. Valensi, yaitu karakteristik dari suatu elemen yang ditentukan berdasarkan
jumlah atom hidrogen yang dapat diikat oleh satu atom.
3. Molaritas (M), yaitu jumlah mol suatu bahan dalam satu liter larutan.
Satu molar (1M – 1 mol/liter = 1 mili-mol/ml) larutan mengandung satu mol
bahan dalam satu liter larutan.
4. Satuan mg/liter setara dengan ppm. Konversi mg/liter menjadi ppm (bagian
per sejuta atau parts per million berlaku jika diasumsikan bahwa satu liter air
memiliki massa (berat) sebesar satu kilogram dan berat jenis (densitas) sama
dengan satu. Jika kadar suatu mineral mencapai 7.000 ppm, mak konversi
menjadi mg/liter harus mengikuti persamaan (3.3).
ppm =
mg
�L
densitas (𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠𝑠 𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔𝑔)
(3.3)
54
5. Satuan µg/liter (mmol/liter), yaitu satuan yang sering digunakan untuk
menyatakan kelarutan gas dalam air. Satuan ini ditentukan dengan persamaan
(3.4).
berat
mmol� =
L berat molekul
(3.4)
Dalam hal kualitas air, lebih baik menggunakan satuan mg/liter dan
µg/liter daripada ppm dan ppb, meskipun keduanya setara. Satuan mg/liter dan
µg/liter dengan jelas menunjukkan bahwa terdapat bahan sejumlah bobot (berat)
tertentu yang dinyatakan dengan satuan mg dan g, di dalam sejumlah volume
cairan yang dinyatakan dengan satuan liter. Satuan ppm dan ppb tidak dapat
menggambarkan dengan jelas kadar bahan yang dimaksud; bobot per volume atau
bobot atau volume dan sebagainya.
Adapun bahan-bahan yang terdapat di perairan dapat dikelompokkan
sebagai berikut:
1 Gas, terdiri atas karbondioksida, nitrogen, ammonia, hydrogen sulfida, dan
metana.
2 Elemen atau unsur, terdiri atas aluminium, zinc, copper, molybdenum, kobalt,
karbon, fosfor, nitrogen, sulfur, klor, fluor, iodine, boron, dan silicon. Elemenelemen tersebut tersebut terdapat sebagai ion atau senyawa organik dan
anorganik kompleks.
3 Bahan organik terlarut, berupa gula, asam lemak, asam humus, tannin,
vitamin, asam amino, peptida, protein, pigmen tumbuhan, urea, dan
sebagainya.
4 Bahan anorganik tersuspensi, berupa koloid Lumpur dan partikel tanah.
5 Bahan organik tersuspensi, misalnya fitoplankton, zooplankton, jamur/ fungi,
bakteri dan sisa-sisa tumbuhan dan hewan yang telah mati.
55
3. 2. Oksigen Terlarut
Untuk mempertahankan hidupnya mahkluk hidup yang tinggal di air, baik
tanaman maupun hewan, bergantung kepada oksigen yang terlarut ini. Jadi
penentuan kadar oksigen terlarut dapat dijadikan ukuran untuk menentukan mutu
air. Kehidupan di air dapat bertahan jika ada oksigen terlarut minimum sebanyak
5 mg oksigen setiap liter air (5 bpj atau 5 ppm). Selebihnya bergantung kepada
ketahanan organisme, derajat keaktivannya, kehadiran pencemar, suhu air, dan
sebagainya. Umumnya laju konsumsi kelarutan oksigen dalam air, jika udara yang
bersentuhan dengan permukaan air itu bertekanan 760 mm dan mengandung 21%
oksigen.
Peningkatan suhu sebesar 10 C akan meningkatkan konsumsi oksigen
sekitar 10%. Dekomposisi bahan organik dan oksidasi bahan anorganik dapat
mengurangi kadar oksigen terlarut hingga mencapai nol (anaerob). Hubungan
kadar oksigen terlarut jenuh dan suhu ditunjukkan dalam Tabel 3.2, yang
menggambarkan bahwa semakin tinggi suhu, kelarutan oksigen semakin
berkurang.
Tabel 3.2.
Hubungan Antara Kadar Oksigen Terlarut Jenuh dan Suhu pada
Tekanan Udara 760 mm Hg
Suhu
(o C)
Kadar Oksigen
Terlarut
(mg/liter)
Suhu
(o C)
Kadar Oksigen
Terlarut
(mg/liter)
Suhu (o
C)
Kadar Oksigen
Terlarut
(mg/liter)
0
14,62
14
10,31
28
7,83
1
14,22
15
10,08
29
7,69
2
13,83
16
9,87
30
7,56
3
13,46
17
9,66
31
7,43
4
13,11
18
9,47
32
7,30
5
12,77
19
9,28
33
7,18
6
12,45
20
9,09
34
7,06
7
12,14
21
8,91
35
6,95
8
11,84
22
8,74
36
6,84
9
11,56
23
8,58
37
6,73
10
11,29
24
8,42
38
6,62
56
11
11,03
25
8,26
39
6,51
12
10,78
26
8,11
40
6,41
13
10,54
27
7,97
Sumber : Cole, 1988 dalam Effendi
Kadar oksigen jenuh akan tercapai jika kadar oksigen yang terlarut di
perairan sama dengan kadar oksigen yang terlarut secara teoretis. Kadar oksigen
tidak jenuh terjadi jika kadar oksigen yang terlarut lebih kecil dari pada kadar
oksigen secara teoretis. Kadar oksigen yang melebihi nilai jenuh disebut lewat
jenuh (super saturasi). Kejenuhan oksigen di perairan dinyatakan dengan persen
saturasi.
Adapun contoh perhitungan persen saturasi adalah sebagai berikut :
1. Pada suhu 50 C, kadar oksigen yang terukur adalah 6,1 mg/liter, sedangkan
kadar oksigen secara teoretis adalah 12,77 mg/liter, maka persen saturasi
adalah 6,1 : 12,37 = 47,77 % (tidak jenuh).
2. Pada suhu 260 C, kadar oksigen yang terukur adalah 12,4 mg/liter,
sedangkan kadar oksigen secara teoretis adalah 8,11 mg/liter ; maka persen
saturasi adalah 12,4 : 8,11 = 152,90% (lewat jenuh/supersaturasi).
Kadar oksigen jenuh di perairan berada dalam kesetimbangan dengan
kadar oksigen di atmosfer. Pada kondisi jenuh tersebut, tidak ada oksigen yang
mengalami difusi dari udara ke dalam air dan sebaliknya transfer oksigen dari
udara ke perairan terjadi melalui proses difusi dan menghilangkan oksigen dari
perairan ke udara akan terjadi jika kondisi jenuh belum tercapai. Kekurangan dari
kelebihan oksigen di perairan dinyatakan dengan persamaan 3.5 dan 3.6.
D = DOeq – DOm
(3.5)
S = DOm – DOeq
(3.6)
Keterangan:
D
= Defisit (kekurangan) oksigen.
S
= Surplus (kelebihan) oksigen.
DOeq = Kadar Oksigen teoretis.
DOm = Kadar oksigen terukur.
57
Kelarutan oksigen dari udara ke dalam perairan tawar alami pada tekanan
udara normal mengikuti persamaan 7
Cs = 475/(33,3 + t)
(3.7)
Keterangan:
Cs
= Kelarutan oksigen dalam air (mg/liter).
t
= suhu
Kadar oksigen terlarut yang tinggi tidak menimbulkan pengaruh fisiologis
bagi manusia. Ikan dan organisme akuatik lain membutuhkan oksigen terlarut
dengan jumlah cukup. Kebutuhan oksigen sangat dipengaruhi oleh suhu, dan
bervariasi antar-organisme. Keberadaan logam berat yang berlebihan di perairan
mempengaruhi system respirasi organisme akuatik sehingga pada saat kadar
oksigen terlarut rendah dan terdapat logam, berat dengan konsentrasi tinggi,
organisme akuatik menjadi lebih menderita.
Pada siang hari, ketika matahari bersinar terang, pelepasan oksigen oleh
proses fotosintesis lebih besar daripada oksigen yang dikomsumsi oleh proses
respirasi. Kadar oksigen terlarut dapat melebihi kadar oksigen jenuh (saturasi)
sehingga perairan mengalami sepersaturasi. Pada malam hari, fotosintesis berhenti
tetapi respirasi terus berlangsung pola perubahan kadar oksigen ini mengakibatkan
terjadinya fluktuasi harian oksigen pada lapisan eufotik perairan. Kadar oksigen
maksimum terjadi pada sore hari, sedangkan kadar minimum terjadi pada pagi
hari.
Selain akibat proses respirasi tumbuhan dan hewan, hilangnya oksigen di
perairan juga terjadi karena oksigen dimanfaatkan oleh mikroba untuk
mengoksidasi bahan organik. Oksidasi bahan organik diperairan tersebut
dipengaruhi oleh beberapa faktor sebagai berikut.
1.
Suhu
Aktivitas mikro organisme memerlukan suhu optimum yang berbeda-beda.
Akan tetapi, proses dekomposisi biasanya terjadi pada kondisi udara yang hangat.
Kecepatan dekomposisi meningkat pada kisaran suhu 5o C – 35o C. pada kisaran
58
suhu ini, setiap peningkatan suhu sebesar 10o C akan meningkatkan proses
dekomposisi oksigen menjadi dua kali lipat.
2.
pH
Pada umumnya, bakteri tumbuh dengan baik pada pH rendah (kondisi asam).
Oleh karena itu, proses dekomposisi bahan organik berlangsung lebih cepat pada
kondisi pH netral dan alkalis.
3.
Pasokan Oksigen
Proses dekomposisi secara aerob memerlukan pasokan oksigen secara terus
menerus. Proses dekomposisi juga dapat berlangsung pada kondisi anaerob (tanpa
oksigen). Mikroorganisme yang dapat melakukan dekomposisi bahan organik,
baik pada kondisi aerob dan anaerob, disebut facultative anaerobic organism;
sedangkan mikroorganisme yang hanya dapat melakukan dekomposisi pada
kondisi anaerob disebut obligate anaerobic organism.
Dekomposisi pada kondisi anaerob berlangsung lebih lambat dan
menghasilkan produk yang masih berupa bahan organik, misalnya alcohol, asam
organik, dan sebagainya. Dekomposisi pada kondisi anaerob dikatakan tidak
berlangsung sempurna karena tidak menghasilkan karbondioksida dan air, seperti
yang dihasilkan oleh dekomposisi pada kondisi aerob. Pada perairan alami,
dekomposisi pada kondisi aerob dan lapisan Lumpur di dasar perairan.
4.
Jenis Bahan Organik
Penghilangan oksigen pada bagian dasar perairan
organik yang
membutuhkan oksigen terlarut. Gula lebih cepat mengalami dekomposisi dari
pada selulosa. Selulosa lebih cepat mengalami dekomposisi dari pada lignin.
Proses dekomposisi berlangsung lebih cepat pada awal proses.
5.
Rasio Karbon dan Nitrogen
Berdasarkan berat keringnya, bakteri tersusun atas 50% karbon dan 10%
nitrogen, sedangkan jamur terdiri atas 50% karbon dan 5% nitrogen. Oleh karena
itu, sejumlah nitrogen diperlukan bagi pertumbuhan mikroorganisme, jika bahan
organik yang mengalami dekomposisi mengandung banyak nitrogen, maka
mikroorganisme, nitrogen yang merupakan hasil proses dekomposisi bahan
59
organik juga dilepas ke perairan atau dengan kata lain nitrogen mengalami
mineralisasi.
Dekomposisi tidak dapat berlangsung pada kondisi tanpa nitrogen. Apa bila
bahan
organik
mengandung
sedikit
nitrogen,
mikroorganisme
justru
memanfaatkan nitrogen di perairan. Fenomena penggunaan nitrogen yang terdapat
diperairan oleh mikroorganisme ini dikenal dengan iimmobilisasi nitrogen. Bahan
organik dengan rasio 40% C dan 0,5% N akan lebih lambat mengalami
dekomposisi daripada bahan organik dengan rasio 40% C dan 4%N.
Oksigen dapat merupakan faktor pembatas dalam penentuan kehadiran
mahkluk hidup dalam air. Oksigen dalam danau misalnya berasal dari udara dan
fotosintesis organisme yang hidup di danau itu. Jika respirasi terjadi lebih cepat
dari penggantian yang larut, maka terjadi defisit oksigen.
Di dasar danau yang dalam oksigen akan digunakan oleh mahkluk pembusuk
yang memakan ganggang mati, sampah, dan sebagainya. Cahaya yang tembus ke
dalam danau biasanya sedikit sehingga tidak terjadi fotosintesis. Penggantian
oksigen dari udara berjalan lambat. Karena itulah oksigen menjadi faktor
pembatas untuk kehadiran kehidupan di dasar danau.
Dalam air deras, biasanya oksigen tidak menjadi faktor pembatas. Dalam
sungai yang jernih dan deras kepekatan oksigen mencapai kejenuhan. Jika air
berjalan lambat atau ada pencemar maka oksigen yang terlarut mungkin di bawah
kejenuhan, sehingga oksigen kembali menjadi faktor pembatas. Kepekatan
oksigen terlarut tergantung pada : (1) suhu, (2) proses fotosintesis, (3) tingkat
penetrasi cahaya yang tergantung pada kedalaman dan kekeruhan air, (4) tingkat
kederasaan aliran air, (5) jumlah bahan organik yang diuraikan dalam air, seperti
sampah, ganggang mati, atau limbah industri.
Keadaan perairan dengan kadar oksigen yang sangat rendah berbahaya bagi
organisme akuatik. Semakin rendah kadar oksigen terlarut, semakin tinggi
toksisitas (daya racun) zinc, copper (tembaga), lead (timbal), sianida, hydrogen
sulfida, dan ammonia. Perairan yang diperuntukkan bagi kepentingan perikanan
sebaiknya memiliki kadar oksigen tidak kurang dari 5 mg/liter. Kadar oksigen
terlarut kurang 4 mg/liter menimbulkan efek yang kurang menguntungkan bagi
hampir semua organisme akuatik.
60
Oksigen terlarut dapat membentuk presipitasi (endapan) dengan besi dan
mangan. Kedua unsur tersebut menimbulkan rasa yang tidak enak pada air. Untuk
keperluan air minum, air dengan nilai oksigen terlarut pada taraf jenuh lebih
dikehendaki karena air yang demikian menimbulkan rasa segar. Demikian pula,
perairan, untuk berbagai peruntukan yang lain, kecuali untuk keperluan industri
karena kadar oksigen yang tinggi dapat meningkatkan korosivitas.
Penentuan oksigen terlarut harus dilakukan berkali-kali, di berbagai lokasi,
pada tingkat kedalaman yang berbeda pada waktu yang tidak sama. Penentuan
yang dilakukan dekat lokasi industri akan lain hasilnya daripada jauh dari pabrik.
Musim kemarau dan musim banjir juga memberikan hasil yang berbeda.
3.3. Karbondioksida
Karbondioksida yang terdapat di perairan berasal dari berbagai sumber
yaitu sebagai berikut:
1. Difusi dari atmosfer. Karbondioksida yang terdapat di atmosfer mengalami
difusi secara langsung ke dalam air.
2. Air hujan. Air hujan yang jatuh ke permukaan bumi secara teoretis
memiliki kandungan karbondioksida sebesar 0,55 – 0,60 mg/liter, berasal
dari karbondioksida yang terdapat di atmosfer.
3. Air yang melewati tanah organik. Tanah organik yang mengalami
dekomposisi mengandung relatif banyak karbondioksida sebagai hasil
proses dekomposisi. Karbondioksida hasil dekomposisi ini akan larut ke
dalam air.
4. Respirasi tumbuhan, hewan, dan bakteri aerob maupun anaerob. Respirasi
tumbuhan dan hewan mengeluarkan karbondioksida. Dekomposisi bahan
organik pada kondisi aerob menghasilkan karbondioksida sebagai salah
satu produk akhir. Demikian juga dekomposisi anaerob karbohidrat pada
bagian dasar perairan akan menghasilkan karbondioksida sebagai produk
akhir.
Sebagian kecil karbondioksida yang terdapat di atmosfer larut ke dalam uap
air membentuk asam karbonat, yang selanjutnya jatuh sebagai hujan. Sehingga
61
air hujan selalu bersifat asam dengan nilai pH sekitar 5,6, seperti yang
ditunjukkan dalam persamaan (3.8) dan (3.9). Hal serupa juga jika
karbondioksida masuk ke badan air; sekitar 1% karbondioksida bereaksi
dengan air membentuk asam karbonat.
CO2 + H2O
H2CO3
(3.8)
H2CO3
H+ + HCO3
(3.9)
Pada persamaan reaksi kesetimbangan (3.9) terdapat ion H+ sehingga pH
perairan menurun. Karbondioksida yang terlarut di dalam air membentuk
beberapa kesetimbangan yang secara terperinci ditunjukkan dalam persamaan
(3.10 – 3.15 )
CO2 (gas)
CO2(Aq)
(3.10)
CO2 + H2O
H2CO3
(3.11)
H2CO3
H+ + HCO3-
(3.12)
HCO3-
CO32 + H+
(3.13)
CO2 + OH-
HCO3-
(3.14)
H2O
H+ + OH-
(3.15)
Jadi, pada dasarnya, keberadaan karbondioksida di perairan terdapat dalam
bentuk gas karbondioksida bebas (CO2), ion bikarbonat (HCO3-), ion karbonat
(CO32-), dan asam karbonat (H2CO3). Proporsi dari keempat bentuk karbon
tersebut berkaitan dengan nilai pH, seperti yang ditunjukkan dalam Gambar 3.1.
62
Gambar 3.1. Hubungan antara fraksi karbondioksida dengan pH
Pada Gambar 3.1 terlihat bahwa jika pH turun hingga 4, 3 kesetimbangan
(3.11) bergeser ke kiri. Pada kondisi ini tidak ditemukan ion berkabonat.
Penentuan kadar ion bikarbonat dilakukan dengan titrasi menggunakan asam kuat
hingga pH mencapai 4,3 dengan bantuan indikator methyl orange yang berubah
pada pH 4,3. Jika pH meningkat lagi, maka kesetimbangan (3.12) akan bergeser
ke kanan, kadar CO2 dan H2CO3 mulai berkurang, digantikan oleh ion HCO32
–
yang merupakan hasil disosiasi H2CO3- pada pH 8,3; CO2 dan H2CO3 tidak
ditemukan lagi, hanya terdapat ion HCO32-. Jadi, reaksi kesetimbangan (3.13)
akan berlangsung jika pH perairan sekitar 8,3. Indikator phenolpthalein berubah
dari tak berwarna menjadi merah muda pada pH 8,3.
Perairan tawar alami hampir tidak pernah memiliki pH>9 sehingga tidak
ditemukan karbon dalam bentuk karbonat. Pada air tanah, kadar karbonat biasanya
sekitar 10 mg/liter karena sifat air tanah yang cenderung alkalis. Perairan yang
memiliki kadar sodium tinggi mengandung karbonat sekitar 50 mg/liter.
63
Perairan tawar alami memiliki pH 7 – 8 biasanya mengandung ion
bikarbonat < 500 mg/liter dan hampir tidak pernah kurang dari 25 mg/liter. Ion ini
mendominasi sekitar 60% - 90% bentuk karbon anorganik total di perairan
(Gambar 3.1). Kelarutan karbondioksida dalam perairan alami dan keterkaitannya
dengan suhu air ditunjukkan dalam Tabel 3.3.
Tabel 3.3. Kelarutan Karbondioksida di Perairan Alami Pada Berbagai Suhu
CO2
Suhu
(o C)
(mg/liter)
Suhu
(o C)
0
1,10
11
1
1,06
12
2
1,02
13
3
0,99
14
4
0,94
15
5
0,91
16
6
0,88
17
7
0,86
18
8
0,82
19
9
0,79
20
10
0,76
Sumber : Boyd, 1988 dalam Effendi 2003
CO2
(mg/liter)
Suhu
(o C)
0,74
0,72
0,69
0,67
0,65
0,62
0,60
0,59
0,58
0,56
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
CO2
(mg/liter)
0,54
0,52
0,51
0,50
0,48
0,46
0,45
0,44
0,43
0,42
Istilah karbondioksida bebas (free CO2) digunakan untuk menjelaskan CO2
yang terlarut dalam air, selain yang berada dalam bentuk terikat sebagai ion
bikarbonat (HCO3-) dan ion karbonat (CO32-). CO2 bebas menggambarkan
keberadaan gas CO2 di perairan yang membentuk kesetimbangan dengan CO2 di
atmosfer. Nilai CO2 yang terukur biasanya berupa CO2 bebas.
CO2 total menunjukkan penjumlahan dari semua bentuk anorganik dari
CO2, misalnya CO2, H2CO3, HCO3-, dan CO32-. Proses fotosintesis di perairan
dapat memanfaatkan karbondioksida bebas maupun ion bikarbonat sebagai
sumber karbon.
Di perairan tawar, ion bikarbobat berperan sebagai system penyangga
(buffer) dan penyedia karbon untuk keperluan fotosintesis. Di perairan lunak (soft
water) yang memiliki kesadahan (kadar kalsium dan magenesium) dan pH rendah,
pada umumnya karbondioksida terdapat dalam bentuk gas; sangat sedikit yang
terdapat dalam bentuk terikat sebagai bikarbonat dan karbonat. Di perairan sadah,
64
karbondioksida banyak terdapat dalam bentuk bikarbonat, seperti yang
ditunjukkan dalam persamaan reaksi (3.16). Karbondioksida bereaksi dengan
kalsium karbonat membentuk kalsium bikarbonat.
Ca (HCO3)2
CaCO3 + CO2 + H2O
Larut
mengendap
(3.16)
Di perairan yang sangat sadah (very hard water), seluruh kandungan
karbondioksida tidak terdapat dalam bentuk gas. Di perairan ini, terjadi
pembentukan kalsium atau magnesium karbonat yang memiliki sifat kelarutan
rendah sehingga cenderung mengalami presipitasi (mengendap) di dasar perairan.
Dari persamaan reaksi (3.16) terlihat bahwa pada system kesetimbangan
terdapat sejumlah gas karbondioksida bebas. Karbondioksida bebas ini disebut
karbondioksida
kesetimbangan,
yang
diperlukan
keberdaan kalsium bikarbonat dalam larutan. Jika
untuk
mempertahankan
sejumlah karbondioksida
ditambahkan pada system kesetimbangan (3.16), karbondioksida ini akan
melarutkan kalsium karbonat sehingga reaksi bergeser ke kiri sampai
kesetimbangan tercapai kembali. Karbondioksida yang melebihi system
kesetimbangan dikenal dengan istilah karbondioksida agresif. Karbondioksida
total
merupakan
penjumlahan
dari
karbondioksida
kesetimbangan
dan
karbondioksida agresif.
Tumbuhan akuatik, misalnya alga, lebih menyukai karbondioksida sebagai
sumber karbon dibandingkan dengan bikarbonat dan karbonat. Bikarbonat
sebenarnya dapar berperan sebagai sumber karbon. Namun, di dalam kloroplas
bikarbonat harus dikonversi terlebih dahulu menjadi karbondioksida dengan
bantuan enzim karbonik anhidrase.
Kadar karbondioksida di perairan dapat mengalami pengurangan, bahkan
hilang, akibat proses fotosintesis, evaporasi, dan agitasi air. Perairan yang
diperuntukkan bagi kepentingan perikanan sebaliknya mengandung kadar
karbondioksida bebas < 5 mg/liter. Kadar karbondioksida bebas sebesar 10
mg/liter masih dapat ditolerir oleh organisme akuatik, asal disertai dengan kadar
65
oksigen yang cukup. Sebagian besar organisme akuatik masih dapat bertahan
hidup hingga kadar karbondioksida bebas mencapai sebesar 60 mg/liter.
3.4. Kesadahan
Kesadahan (hardness) adalah gambaran kation logam divalent (valensi
dua). Kation-kation ini dapat bereaksi dengan sabun (soap) membentuk endapan
(presipitasi) maupun dengan anion-anion yang terdapat di dalam air membentuk
endapan atau karat pada pelaratan logam.
Pada perairan tawar, kation divalent yang paling berlimpah adalah kalsium
dan magnesium (Tabel 3.4), sehingga kesadahan pada dasarnya ditentukan oleh
jumlah kalsium dan magnesium. Kalsium dan magnesium berikatan dengan anion
penyusun alkalinitas, yaitu bikarbonat dan karbonat.
Tabel 3.4. Kation-Kation
Pasangan/asosiasinya.
Penyusun
Kesadahan
Kation
Ca 2+
Mg 2+
Sr 2+
Fe 2+
Mn 2+
Sumber: Sawyer dan McCarty, 1978 dalam Hefni, 2003
dan
Anion-Anion
Anion
HCO 3SO4 2CI –
NO3 –
SiO3 2-
Keberadaan kation yang lain, misalnya strontium, besi valensi dua (kation
ferro), dan mangan juga memberikan kontribusi terhadap nilai kesadahan total,
meskipun peranannya relatif kecil, aluminium dan besi valensi tiga (kation ferri)
sebenarnya juga memberikan kontribusi terhadap nilai kesadahan. Namun
demikian mengingat sifat kelarutannya yang relatif rendah pada pH netral maka
peran kedua kation ini sering kali diabaikan. Kesadahan dan alkalinitas dinyatakan
dengan satuan yang sama, yaitu mg/liter CaCO3.
Kesadahan pada awalnya ditentukan dengan titrasi menggunakan sabun
standar yang dapat bereaksi dengan ion penyusun kesadahan. Dalam
perkembangannya, kesadahan ditentukan dengan titrasi menggunakan EDTA
66
(ethylene diamine tetra ecetic acid) sebagai titran dan menggunakan indikator
yang peka terhadap semua kation tersebut. Kesdahan total dapat juga ditentukan
dengan menjumlah ion Ca2+ dan ion Mg2+ yang .dianalisa secara terpisah
misalnya dengan metode AAS (Atomic Absorption Spectrophotometry).
Kesadahan perairan berasal dari kontak air dengan tanah dan bebatuan. Air
hujan sebenarnya tidak memiliki kemampuan untuk melarutkan ion-ion penyusun
kesadahan yang banyak terikat di dalam tanah dan batuan kapur (limestone),
meskipun memiliki kadar karbondioksida yang relatif tinggi. Larutnya ion-ion
yang dapat meningkatkan nilai kesadahan tersebut lebih banyak disebabkan oleh
aktivitas bakteri di dalam tanah, yang banyak mengeluarkan karbondioksida.
Keberadaan karbondioksida membentuk kesetimbangan dengan asam
karbonat. Pada kondisi yang relatif asam, senyawa-senyawa karbonat yang
terdapat di dalam tanah dan batuan kapur yang sebelumnya tidak larut berubah
menjadi senyawa bikarbonat yang bersifat larut. Batuan kapur (limestone) pada
dasarnya tidak hanya mengandung karbonat, tetapi juga mengandung sulfat,
klorida dan silikat. Ion-ion ini juga ikut terlarut dalam air.
Perairan dengan nilai kesadahan tinggi pada umumnya merupakan
perairan yang berada di wilayah yang memiliki lapisan tanah pucuk (top soil)
tebal dan batuan kapur. Perairan lunak berada pada wilayah dengan lapisan tanah
atas tipis dan batuan kapur relatif sedikit atau bahkan tidak ada.
Kesadahan diklasifikasikan berdasarkan dua cara, yaitu berdasarkan ion
logam (metal) dan berdasarkan anion yang berasosiasi dengan ion logam.
Berdasarkan ion logam (metal), kesadahan dibedakan menjadi kesadahan kalsium
dan kesadahan magnesium. Berdasarkan anion yang berasosiasi dengan ion
logam, kesadahan dibedakan menjadi kesadahan karbonat dan kesadahan non
karbonat.
1.
Kesadahan Kalsium dan Magnesium
Kesadahan perairan dikelompokkan menjadi kesadahan kalsium dan
kesadahan magnesium karena pada perairan alami kesadahan lebih banyak
disebabkan oleh kation kalsium dan magnesium. Kesadahan kalsium dan
magnesium sering kali perlu diketahui untuk menentukan jumlah kapur dan soda
abu yang dibutuhkan dalam proses pelunakan air (lime-soda ash softening). Jika
67
kesadahan kalsium diketahui maka kesadahan magnesium dapat ditentukan
melalui persamaan (3.17)
Kesadahan total – kesadahan kalsium = kesadahan magnesium
(3.17)
Pada penentuan nilai kesadahan (baik kesadahan total, kesadahan kalsium,
maupun kesadahan magnesium), keberadaan besi dan mangan dianggap sebagai
pengganggu karena dapat bereaksi dengan pereaksi yang digunakan. Oleh karena
itu, kesadahan kalsium menjadi lebih besar dari pada kadar ion kalsium. Demikian
pula halnya, jika mendapatkan kadar ion kalsium dan ion magnesium dari nilai
kesadahan, digunakan persamaan (3.18) dan (3.19).
Kadar Ca 2+ (mg/liter) = 0,4 x kesadahan kalsium
(3.18)
Kadar Mg2+ (mg/liter) = 0,243 x kesadahan magnesium
(3.19)
2.
Kesadahan Karbonat dan Non-Karbonat
Pada kesadahan karbonat, kalsium dan magnesium berasosiasi dengan ion
CO32- dan HCO3-. Pada kesadahan non karbonat, kalsium dan magnesium
berasosiasi dengan ion SO42-, Cl-, dan NO3-. Kesadahan karbonat sangat sensitif
terhadap panas dan mengendap dengan mudah pada suhu tinggi, seperti yang
ditunjukkan dalam persamaan reaksi (3.20) dan (3.21).
Ca(HCO3)2
pemanasan
CaCO3 + CO2 + H2O
(3.20)
Mengendap
Mg(HCO3)2
pemanasan
Mg(OH)2 + 2 CO2
(3.21)
Mengendap
68
Oleh karena itu, kesadahan karbonat disebut juga kesadahan sementara
kesadahan non karbonat disebut kesadahan permanen karena kalsium dan
magnesium yang berikatan dengan sulfat dan klorida tidak mengendap dan nilai
kesadahan tidak berubah meskipun pada suhu yang tinggi.
Kesadahan karbonat dapat diketahui dengan persamaan (3.22) dan (3.23),
sedangkan kesadahan non karbonat dapat ditentukan dengan persamaan (3.24).
Apabila alkalinitas total < kesadahan total
Maka kesadahan karbonat = alkalinitas total
(3.22)
Apabila alkalinitas total > kesadahan total
Maka kesadahan karbonat = kesadahan total
(3.23)
Kesadahan non karbonat = kesadahan total – kesadahan karbonat
(3.24)
Jika alkalinitas total melebihi kesadahan total maka sebagian dari anion
penyusun alkalinitas (bikarbonat dan karbonat) berasosiasi dengan kation valensi
satu (monovalent), misalnya kalium (K+) dan sodium (Na+), yang tidak terdeteksi
pada penentuan kesadahan. Di perairan yang banyak mengandung kalium dan
sodium, nilai alkalinitas total dapat mencapai 6000 mg/liter CaCO3, akan tetapi
tidak ditemukan nilai kesadahan.
Sebaliknya jika kesadahan total melebihi alkalinitas total maka sebagian
dari kation penyusun kesadahan (kalsium dan magnesium) berikatan dengan sulfat
(SO42-) klorida (Cl-), silikat (SiO32-) atau nitrat (NO3-), yang tidak terdeteksi pada
penentuan alkalinitas. Oleh karena itu, hubungan antara nilai kesadahan dan
alkalinitas tidak selalu positif, atau semakin besar nilai kesadahan tidak selalu
disertai dengan semakin tingginya alkalinitas dan sebaliknya.
Kesadahan air berkaitan serat dengan kemampuan air untuk membentuk
busa. Semakin besar kesadahan, semakin sulit bagi sabun untuk membentuk busa
karena terjadi presipitasi, seperti yang ditunjukkan dalam persamaan reaksi (3.25).
2 NaCO2C17H33 + kation 2+
kation 2+ (CO2C17H33)2 + 2 Na+
(3.25)
sabun/detergen
mengendap
69
Busa tidak akan terbentuk sebelum semua kation membentuk kesadahan
mengendap. Pada kondisi ini, air mengalami pelunakan (softening) atau
penurunan kesadahan yang disebabkan oleh sabun. Endapan yang terbentuk dapat
mengakibatkan pewarnaan pada bahan yang dicuci. Residu endapan tertahan pada
pori-pori pakaian sehingga pakaian terasa kasar. Demikian juga kulit tangan
menjadi kasar setelah mencuci.
Perairan yang berada disekitar batuan karbonat memiliki nilai kesadahan
tinggi. Perairan payau dan laut yang mengandung natrium dan jumlah besar juga
dapat mengganggu daya kerja sabun, namun natrium bukan termasuk kation
penyusun
kesadahan.
Klasifikasi
perairan
berdasarkan
nilai
kesadahan
ditunjukkan dalam Tabel 3.5.
Tabel 3.5. Klasifikasi Perairan Berdasarkan Nilai Kesadahan
Kesadahan (mg/liter CaCO3)
< 50
50 – 150
150 – 300
> 300
Sumber: Peavy et.al., 1985 dalam Effendi
Klasifikasai Perairan
Lunak (soft)
Menengah (moderately hard)
Sadah (hard)
Sangat sadah (very hard)
Perairan lunak (soft), dan yang bersifat asam memiliki kandungan kalsium,
magnesium, karbonat dan sulfat yang rendah. Jika dipanaskan, perairan lunak
akan mengakibatkan terjadinya korosi pada peralatan logam. Pada perairan sadah
(hard) kandungan kalsium, magnesium, karbonat dan sulfat biasanya tinggi. Jika
dipanaskan, perairan sadah akan membentuk deposit (kerak).
Nilai kesadahan air diperlukan dalam penilaian kelayakan perairan untuk
kepentingan domestik dan industri. Nilai kesadahan tidak memiliki implikasi
langsung terhadap keseharian manusia. Kesadahan yang tinggi dapat menghambat
sifat toksik dari logam berat karena kation-kation penyusun kesadahan (kalsium,
dan magnesium) membentuk senyawa kompleks dengan logam berat tersebut.
Misalnya, toksisitas 1 mg/liter timbal pada perairan dengan kesadahan rendah
(soft waters) dapat mematikan ikan. Akan tetapi toksisitas 1 mg/liter timbal pada
perairan dengan kesadahan 150 mg/liter CaCO3 terbukti tidak berbahaya bagi
ikan. Nilai kesadahan juga digunakan sebagai dasar bagi pemilihan metode yang
diterapkan dalam proses pelunakan (softening) air.
70
Air permukaan biasanya memiliki nilai kesadahan yang lebih kecil dari
pada air tanah. Perairan dengan nilai kesadahan kurang dari 120 mg/liter CaCO3
dan lebih dari 500 mg/liter CaCO3 dianggap kurang baik bagi peruntukan
domestik, pertanian dan industri. Namun, air sadah lebih disukai oleh organisme
daripada air lunak.
3.5. Alkalinitas
Alkalinitas adalah gambaran kapasitas air untuk menetralkan asam, atau
dikenal dengan sebutan acid-neutralizing capacity (ANC) atau kuantitas anion di
dalam air yang dapat menetralkan kation hidrogen. Alkalinitas juga diartikan
sebagai kapasitas penyangga (buffer capacity) terhadap perubahan pH perairan.
Penyusun alkalinitas perairan adalah anion bikarbonat (HCO3-), karbonat (CO32-),
dan hidroksida (OH-), silikat (HsiO3-), fosfat (HPO42- dan H2PO4-), sulfida (HS-),
dan ammonia (NH3), juga memberikan kontribusi terhadap alkalinitas. Namun
pembentuk alkalinitas yang utama adalah bikarbonat, karbonat dan hidroksida.
Diantara ketiga ion tersebut, bikarbonat paling banyak terdapat pada perairan
alami.
Jeffries et al. (1986) menyatakan nilai ANC dalam persamaan (3.26)
ANC = ∑ kation basa - ∑anion asam kuat
(3.26)
= ([Ca] + [Mg} + [Na] + [K]) – ([SO4] + [NO3] + [CI)
Kation utama yang mendominasi perairan tawar adalah kalsium dan
magnesium, sedangkan pada perairan laut adalah sodium dan magnesium. Anion
utama pada perairan tawar adalah bikarbonat dan karbonat, sedangkan pada
perairan laut adalah klorida (Bernes, 1989). Persentase ion-ion utama yang
terdapat dalam perairan tawar dan laut ditunjukkan dalam Tabel 3.6.
Tabel 3.6. Kation dan Anion Utama pada Perairan Tawar dan Laut
71
Persentase (%)
Ion-Ion Utama
Air Tawar
Air Laut
1. Kalsium (Ca2+)
60,9
3,2
2. Magnesium (Mg2+)
19,0
10,1
3. Sodium/Natrium (Na+)
16,6
83,7
4. Kalium (K+)
3,5
3,0
72,4
0,6
2. Sulfat (SO42-)
16,1
12,2
3. Klorida (CI-)
11,5
87,2
Kation :
Anion :
1. Bikarbonat (HCO3+)
Karbonat (CO32-)
Sumber : Modifikasi Cole, 1983
Bikarbonat, karbonat dan asam karbonat merupakan sumber utama karbon
anorganik di perairan. Karbon anorganik di perairan dapat berasal dari beberapa
sumber, yaitu atmosfer, batuan karbonat, siklus biologis karbon, dan sumber
allocthonous (dari luar perairan).
Pada awalnya, alkalinitas adalah gambaran pelapukan batuan yang terdapat
pada system drainase. Alkalinitas dihasilkan dari karbondioksida dan air yang
dapat melarutkan sedimen batuan karbonat menjadi bikarbonat. Jika Me
merupakan logam alkali tanah (misalnya kalsium dan magnesium), maka reaksi
yang menggambarkan pelarutan batuan karbonat ditunjukkan dalam persamaan
(3.27).
MeCO3 + CO2 + H2O
Me 2+ + 2HCO32-
(3.27)
Kalsium karbonat merupakan senyawa yang memberi kontribusi terbesar
terhadap nilai alkalinitas dan kesadahan di perairan tawar. Senyawa ini terdapat di
dalam tanah dalam jumlah yang berlimpah sehingga kadarnya di perairan tawar
cukup tinggi. Kelarutan kalsium karbonat menurun dengan meningkatnya suhu
dan meningkat dengan keberadaan karbondioksida. Kalsium karbonat bereaksi
72
dengan karbondioksida membentuk kalsium bikarbonat [Ca(HCO3)2] yang
memiliki daya larut lebih tinggi dibandingkan dengan kalsium karbonat (CaCO3)
(Cole 1983).
Tingginya kadar bikarbonat di perairan disebabkan oleh ionisasi asam
karbonat, terutama pada perairan yang banyak mengandung karbondioksida
(kadar CO2 mengalami saturasi/jenuh). Karbondioksida di perairan bereaksi
dengan basa yang terdapat pada batuan dan tanah membentuk bikarbonat (HCO3),
seperti persamaan reaksi yang terjadi antara bikarbonat dengan calcite (CaCO3)
(3.28), dolomite [CaMg(CO3)2] (3.29), dan feldspar (NaA1Si3O8) (3.30) (Boyd,
1988).
Ca2+ + 2HCO3-
CaCO3 + CO2 + H2O
(3.28)
Ca2+ + Mg2+ +4HCO3-
CaMg (CO3)2 + 2CO2 + 2H2O
(3.29)
NaAISi3O8 + CO2 +5½H2O
Na+ + HCO3- + 2H4SiO4 + ½AI2Si2O5 (OH)4
(3.30)
Calcite dan dolomite sebenarnya memiliki daya larut yang rendah, namun
dengan
keberadaan
karbondioksida
kelarutan
senyawa-senyawa
tersebut
meningkat. Reaksi pembentukan bikarbonat dari karbonat adalah reaksi setimbang
dan mengharuskan keberadaan karbondioksida untuk mempertahankan bikarbonat
dalam bentuk larutan. Jika kadar karbondioksida bertambah atau berkurang maka
akan terjadi perubahan kadar ion bikarbonat.
Pada dasarnya, bikarbonat bersifat alkalis karena bereaksi dengan ion H+
seperti yang ditunjukkan dalam persamaan reaksi (3.31). Selain itu bikarbonat
juga dapat berperan sebagai asam dengan melepaskan ion H+, seperti persamaan
reaksi (3.32)
HCO3- +H+
H2O + CO2
(3.31)
HCO3-
H+ + CO32-
(3.32)
Bukarbonat mengandung asam (CO2) dan basa (CO32-) pada konsentrasi
yang sama, seperti yang ditunjukkan dalam persamaan (3.33)
73
2HCO3CO2 + CO32- + H2O
(3.33)
Selain karena reaksi dengan ion H+, karbonat dianggap basa karena dapat
mengalami hidrolisis menghasilkan OH-, seperti persamaan reaksi (34).
CO32- + H2O
HCO3- + OH-
(3.34)
Sifat kesadahan CO32-lebih kuat daripada sifat keasaman CO2 sehingga pada
kondisi kesetimbangan, ion OH- dalam kelarutan bikarbonat selalu melebihi ion
H+
Selain berasal dari mineral-mineral yang terdapat di dalam tanah, karbonat
dan bikarbonat dapat berasal dari produk dekomposisi bahan organik oleh
mikroba, seperti yang ditunjukkan dalam persamaan reaksi (3.35 – 3.36).
CO2 +H2O
H2CO3
(asam karbonat)
H+ + HCO3-
(bikarbonat)
H+ + CO32-
(karbonat)
(3.35)
H2CO3
(3.36)
HCO3(3.37)
CO32- + H2O
HCO3- + OH(hidroksida)
(3.38)
Persamaan reaksi 3.38 menunjukkan bahwa pemanfaatan ion bikarbonat oleh
alga sebagai sumber karbon menyebabkan reaksi bergeser ke kanan sehingga
terjadi akumulasi hidroksida. Akumulasi hidroksida menyebabkan perairan yang
banyak ditumbuhi algae memiliki pH yang tinggi, yakni sekitar 9 – 10. Reaksireaksi kimia (3.35 – 3.38) melibatkan ion hidrogen atau ion hidroksida. Oleh
karena itu, nilai alkalinitas sangat dipengaruhi oleh pH (ditunjukkan dalam Tabel
3.7). Dengan kata lain, alkalinitas berperan sebagai sitem penyangga (buffer) agar
perubahan pH tidak terlalu besar.
Satuan alkalinitas dinyatakan dengan mg/liter kalsium karbonat (CaCO3)
atau mili-ekuivalen/liter. Selain bergantung pada pH, alkalinitas juga dipengaruhi
oleh komposisi mineral, suhu dan kekuatan ion. Pada air mendidih, alkalinitas
hanya terdiri atas karbonat dan hidroksida. Karbondioksida tidak larut dalam air
74
panas (mendidih), namun terbawa bersama uap air sehingga nilai pH air mendidih
dapat mencapai 11.
Nilai alkalinitas perairan alami hampir tidak pernah melebihi 500 mg/liter
CaCO3. Perairan dengan nilai alkalinitas yang terlalu tinggi tidak terlalu disukai
oleh organisme akuatik karena biasanya diikuti dengan nilai kesadahan yang
tinggi atau kadar garam natrium yang tinggi.
Nilai alkalinitas berkaitan erat dengan korosivitas logam dan dapat
menimbulkan permasalahan kesehatan pada manusia, terutama yang berhubungan
dengan iritasi pada system pencernaan (gastro intestinal). Jika dididihkan dengan
waktu yang lama, perairan dengan nilai alkalinitas yang tinggi akan menghasilkan
deposit dan menimbulkan bau yang kurang sedap.
Tabel 3.7. Hubungan Antara pH, Alkalinitas Total, dan Karbondioksida Bebas.
75
Alkalinitas
(mg/liter)
CaCO3
5,0
0
1
2
5,2
0
2
5
5,4
0
2
5
5,6
0
5
10
5,8
0
5
10
6,0
10
15
20
6,2
10
20
30
6,4
10
30
50
6,6
10
50
100
Sumber: Cole, 1983
pH
Karbondioksid
a Bebas
(mg/liter)
9,7
24,3
48,5
4,9
26,5
66,2
1,5
16,1
40,3
0,6
24,7
49,3
0,2
15,5
30,9
19,5
29,2
28,9
12,3
24,5
36,8
7,7
23,2
38,7
4,9
24,4
48,8
pH
6,8
7,0
7,2
7,4
7,6
7,8
8,0
8,2
Alkalinitas
(mg/liter)CaCO
3
10
50
100
50
100
200
50
100
200
50
100
200
50
100
200
50
100
200
100
200
300
100
200
300
Karbondioksid
a Bebas
(mg/liter)
3,1
15,4
30,7
9,7
19,4
38,7
6,1
12,3
24,5
3,9
7,8
15,6
2,4
4,8
9,7
1,5
3,1
6,1
1,9
3,8
5,7
1,2
2,4
3,6
Nilai alkalinitas yang baik berkisar antara 30 – 500 mg/liter CaCO3. Nilai
alkalinitas di perairan berkisar antara 5 hingga ratusan mg/liter CaCO3. Nilai
alkalinitas pada perairan alami adalah 40 mg/liter CaCO3 disebut perairan sadah
(hard water), sedangkan perairan dengan nilai alkalinitas < 40 mg/liter disebut
perairan lunak (soft water). Untuk kepentingan pengolahan air, sebaiknya nilai
alkalinitas tidak terlalu bervariasi.
Alkalinitas perairan berkaitan dengan gambaran kandungan karbonat dari
batuan dan tanah yang dilewati oleh air serta sedimen dasar perairan. Nilai
alkalinitas tinggi biasanya juga ditemukan di wilayah kering dimana terjadi
evaporasi secara intensif.
76
Perairan dengan nilai alkalinitas tinggi lebih produktif daripada perairan
dengan nilai alkalinitas rendah. Tingkat produktivitas perairan ini sebenarnya
tidak berkaitan secara langsung dengan nilai alkalinitas, tetapi berkaitan dengan
keberadaan fosfor dan elemen esensial lain yang kadarnya meningkat dengan
meningkatnya nilai alkalinitas.
Alkalinitas berperan dalam hal-hal sebagai berikut:
a. Sistem penyangga (buffer)
Bikarbonat yang terdapat pada perairan dengan nilai
alkalinitas total tinggi berperan sebagai penyangga (buffer
capacity) perairan terhadap perubahan pH yang drastic. Jika basa
kuat ditambahkan ke dalam perairan maka basa tersebut akan
bereaksi dengan asam karbonat membentuk garam bikarbonat dan
akhirnya menjadi karbonat. Jika asam ditambahkan ke dalam
perairan, maka asam tersebut akan digunakan untuk mengkonversi
karbonat menjadi bikarbonat dan bikarbonat menjadi asam
karbonat. Fenomena inilah yang menjadikan perairan dengan nilai
alkalinitas total tinggi tidak mengalami perubahan pH secara
drastic (Cole, 1988).
Jika ion H+ meningkat maka ion ini akan bereaksi dengan
HCO3- membentuk CO2 dan H2O sehingga perubahan pH hanya
sedikit. Peningkatan ion OH- hanya menyebabkan sedikit
penurunan H+. Jika ion OH- meningkat, CO2 bereaksi dengan H2O
membentuk lebih banyak ion H+ sehingga perubahan pH hanya
sedikit. Sistem penyangga bikarbonat ini dinyatakan dengan
persamaan Henderson – Hasselbach (3.39).
pH = pK1 + Log
(3.39)
(HCO3-)
(Total CO2)
Pada system penyangga, CO2 berperan sebagai asam dan ion
HCO3- berperan sebagai garam.
b. Koagulasi
77
Bahan kimia yang digunakan dalam proses koagulasi air
atau air limbah bereaksi dengan air membentuk presipitasi
hidroksida yang tidak larut. Ion hidrogen yang dilepaskan bereaksi
dengan ion-ion penyusun alkalinitas, sehingga alkalinitas berperan
sebagai penyangga untuk mengetahui kisaran pH yang optimum
bagi penggunaan koagulan. Dalam hal ini nilai alkalinitas
sebaiknya berada pada kisaran optimum untuk mengikat ion
hidrogen yang dilepas pada proses koagulasi.
c. Pelunakan air (water softening)
Alkalinitas adalah parameter kualitas air yang harus
dipertimbangkan dalam menentukan jumlah soda abu dan kapur
yang diperlukan dalam proses pelunakan (softening) dengan
metode presipitasi. Pelunakan air bertujuan untuk menurunkan
kesadahan.
3.6. Bahan Organik
Sumber utama karbon di perairan adalah aktivitas fotosintesis. Selain itu,
fiksasi karbon oleh bakteri juga merupakan sumber karbon organik di perairan.
Pada lapisan profundal dari perairan waduk yang bersifat oligotrof, sekitar 24%
dari produksi bahan organik dihasilkan oleh asimilasi CO2 oleh bakteri heterotrof.
Berbagai jenis bahan organik yang terdapat di alam ini dirombak
(didekomposisi) melalui proses oksidasi, yang dapat berlangsung dalam suasana
aerob (keberadaan oksigen) maupun anaerob (tanpa oksigen). Produk yang
dihasilkan dari kedua jenis oksidasi tersebut berbeda (Gambar 3.2). Produk akhir
dari dekomposisi atau oksidasi bahan organik pada kondisi aerob adalah senyawasenyawa yang stabil. Sedangkan produk akhir dari dekomposisi pada kondisi
anaerob selain karbondioksida dan air juga berupa senyawa senyawa yang tidak
stabil dan bersifat toksik, misalnya amonia, metana, dan hidrogen sulfida.
Perbedaan yang mendasar antara oksidasi aerob dan anaerob terletak pada
senyawa yang berperan sebagai akseptor (penerima) ion hidrogen. Pada oksidasi
aerob, yang berperan sebagai akseptor (penerima) ion hidrogen adalah oksigen,
78
dengan melepaskan lebih besar energi; sedangkan pada oksidasi anaerob, yang
berperan sebagai akseptor hidrogen adalah nitrat atau -sulfat atau. bahan organik,
dengan melepaskan lebih sedikit energi. Selain itu, oksidasi anaerob berlangsung
pada suhu yang lebih panas, dengan kisaran suhu optimum antara 35oC
(mesophilic) hingga 55oC (thermophilic).
Oksidasi aerob:
Bahan Organik + Bakteri + Oksigen
Sel baru
CO2, NH3, H2O
Sel baru
Oksidasi anaerob:
Bahan Organik + Bakteri
Alkohol + Bakteri
dan Asam
CH4, H2S, NH3,
C02, dan H20
Gambar 3.2. Oksidasi Aerob dan Anacrob bahan Organik oleh Bakteri.
Danau dan sungai biasanya memiliki kadar bahan anorganik terlarut
sepuluh kali lebih besar daripada kadar bahan organik. Air tanah memiliki kadar
bahan anorganik terlarut seratus kali lebih besar daripada kadar bahan organik.
Air laut memiliki kadar bahan anorganik terlarut 30.000 kali lebih besar daripada
kadar bahan organik. Sebaliknya, perairan rawa memiliki kadar bahan organik
yang lebih besar daripada kadar bahan anorganik terlarut.
Selain dengan pengukuran TOC, indikasi keberadaan bahan organik dapat
diukur dengan parameter lain, misalnya kebutuhan oksigen biokimiawi atau BOD
(Biochemical Oxygen Demand) dan kebutuhan oksigen kimiawi atau COD
(Chemical Oxygen Demand). Nilai COD biasanya lebih besar daripada nilai BOD,
meskipun tidak selalu demikian.
1. Kandungan Karbon Organik Total (Total Organik Carbon/TOC)
Selain karbon anorganik yang terdapat dalam komponen penyusun
alkalinitas, karbon di perairan juga terdapat dalam bentuk karbon organik yang
berasal dari tumbuhan atau biota akuatik, baik yang hidup atau mati dan menjadi
detritus; maupim karbon yang terdapat pada bahan organik yang berasal dari
79
limbah industri dan domestik. Penjumlahan karbon organik total dan karbon
anorganik total (karbonat, bikarbonat, dan asarn karbonat) merupakan nilai karbon
total (total carbon).
Karbon organik total atau Total Organik Carbon (TOC) terdiri atas bahan
organik terlarut atau DOC (Dissolved Organik Carbon) dan partikulat atau POC
(Particulate Organik Carbon) dengan perbandingan 10 : 1. Bahan organik yang
tercakup dalam TOC misalnya asam amino dan karbohidrat. DOC dan POC dapat
diukur secara terpisah dengan menyaring air sampel menggunakan filter
berdiameter 0,7 µm; sedangkan pengukuran TOC tidak memerlukan penyaringan.
TOC juga dapat menggambarkan tingkat pencemaran, terutama apabila nilai TOC
antara bagian hulu dan bagian hilir dari tempat pembuangan suatu limbah dapat
dibandingkan.
Pada
penentuan
nilai
TOC,
bahan
organik
dioksidasi
menjadi
karbondioksida yang diukur dengan non-dispersive infrared analyzer. Pengukuran
TOC juga dapat dilakukan dengan menggunakan flame ionization detector. Pada
metode ini, karbondioksida direduksi menjadi gas metana. Pengukuran TOC
relatif lebih cepat daripada pengukuran BOD dan COD.
Pada perairan alami yang relatif jernih, nilai DOC biasanya lebih besar
daripada POC. Pada saat sungai mengalami banjir, nilai POC akan lebih besar
daripada DOC. Pada perairan alami, nilai TOC biasanya berkisar antara 1 - 30
mg/liter; sedangkan pada air tanah nilai TOC biasanya lebih kecil, yaitu ± 2
mg/liter. Nilai TOC perairan yang telah menerima limbah, baik domestik maupun
industri, atau perairan pada daerah berawa-rawa (swamp) dapat lebih dari 10 - 100
mg/liter.
Kadar bahan organik terlarut (DOC) dalarn air tanah kira-kira 0,5 mg/
liter, sedangkan pada air laut sekitar 30 mg/liter. Nilai bahan organik terlarut
(DOC) pada perairan tawar alami yang mengalir berkisar antara 1 - 3 mg/ liter.
Danau dan sungai memiliki kadar DOC sekitar 2 - 10 mg/liter, sedangkan pada
perairan rawa berkisar antara 10 - 60 mg/liter DOC.
Nilai POC pada air tanah sangat kecil atau sama sekali tidak ada. Nilai
POC pada air laut berkisar antara 0,01 - 0,1 mg/liter, terutama berupa algae;
sedangkan pada perairan danau berkisar antara 0,1 - 1,0 mg/liter.
80
2. Kebutuhan Oksigen Biokimiawi atau Biochemical Oxygen Demand (BOD)
Selain dengan pengukuran TOC indikasi keberadaan bahan organik dapat
diukur dengan parameter lain yang dinyatakan sebagai COD (Chemical Oxygen
Demand) atau BOD (Biochemical Oxygen Demand). Dekomposisi bahan organik
pada dasarnya terjadi melalui dua tahap. Pada tahap pertarna, bahan organik
diuraikan menjadi bahan anorganik. Pada tahap kedua, bahan anorganik yang
tidak stabil mengalami oksidasi menjadi bahan anorganik yang lebih stabil,
misalnya arnonia mengalami oksidasi menjadi nitrit dan nitrat (nitrifikasi). Pada
penentuan nilai BOD, hanya dekomposisi tahap pertama yang berperan,
sedangkan oksidasi bahan anorganik (nitrifikasi) dianggap sebagai pengganggu.
Kurva yang menggambarkan proses dekomposisi tahap pertama dan tahap kedua
pada penentuan nilai BOD ditunjukkan dalam Gambar 3.3. Secara tidak langsung,
BOD merupakan gambaran kadar bahan organik, yaitu jurnlah oksigen yang
dibutuhkan oleh mikroba aerob untuk mengoksidasi bahan organik menjadi
karbondioksida dan air. Dengan kata lain, BOD menunjukkan jumlah oksigen
yang dikonsumsi oleh proses respirasi mikroba aerob yang terdapat dalam botol
BOD yang diinkubasi pada suhu sekitar 200C selama lima hari, dalam keadaan
tanpa cahaya.
BOD
Nitrifikasi
Dekomposisi bahan organik
5 hari
Waktu (hari)
81
Gambar 3.3. Proses Dekomposisi Bahan Organik dan Nitrifikasi pada Penentuan
BOD
BOD hanya menggambarkan bahan organik yang dapat didekomposisi
secara biologis (biodegradable). Bahan organik ini dapat berupa lemak, protein,
kanji (starch), glukosa, aldehida, ester, dan sebagainya. Dekomposisi selulosa
secara. biologis berlangsung relatif lambat. Bahan organik merupakan hasil
pembusukan tumbuhan dan hewan yang telah mati atau hasil buangan dari limbah
domestik dan industri.
Pada proses dekomposisi bahan organik, mikroba memanfaatkan bahan
organik sebagai sumber makanan dari suatu rangkaian reaksi biokimia yang
kompleks. Reaksi-reaksi tersebut dapat berupa katabolisme maupun anabolisme.
Pada reaksi katabolisme, makanan (bahan organik) dipecah untuk menghasilkan
energi. Pada reaksi anabolisme, energi digunakan untuk sintesis sel baru. Transfer
biokimiawi energi pada makhluk hidup melibatkan senyawa Adenosine
Triphosphate (ATP) (sebagai tempat penyimpanan energi) dan senyawa
Adenosine Diphosphate (ADP). Pemecahan senyawa ATP menjadi ADP disertai
dengan pelepasan energi. Energi yang tersimpan dalam bahan organik digunakan
untuk membentuk kembali ATP dari ADP
Reaksi biokimia melibatkan enzim sebagai katalis organik, yang berfungsi
untuk mempercepat reaksi. Pada reaksi biokimia, enzim tidak dikonsumsi,
melainkan hanya berperan sebagai katalis. Enzim berupa protein yang memiliki
berat molekul tinggi. Daya kerja enzim sangat dipengaruhi oleh suhu, pH, jenis
bahan organik, dan keberadaan senyawa pengganggu (inhibitor). Enzim terdapat
dalam berbagai jenis. Penamaan enzim biasanya dicirikan dengan akhiran ase,
misalnya oksidase, dehidrogenase, dan sebagainya, dan menggambarkan reaksi
biokimia yang dikendalikannya. Beberapa contoh reaksi biokimia yang
melibatkan enzim adalah sebagai berikut.
a.
Oksidasi
: Penambahan oksigen, penghilangan hidrogen.
b.
Reduksi
: Penambahan hidrogen, penghilangan oksigen.
c.
Hidrolisis
: Penambahan air.
82
d.
Dehidrolisis
: Penghilangan air.
e.
Deaminasi
: Penghilangan kelompok N-H2
Persamaan reaksi (3.40) memperlihatkan hubungan kuantitatif antara jumlah
oksigen yang dibutuhkan untuk mengoksidasi (menambahkan oksigen dan
mengurangi hidrogen) bahan organik tertentu menjadi karbondioksida, air, dan
amonia. Persamaan reaksi (3.41) menunjukkan oksidasi glukosa menjadi
karbondioksida dan air. Kedua reaksi tersebut (40 dan 41) merupakan proses
oksidasi aerob. Persamaan reaksi (3.42) menunjukkan proses oksidasi anaerob
yang menghasilkan gas metana.
CnHaObNc + [n + a/4 - b/2 – Y ¾ c] O2
n CO2 + [ a/2 - 3/2 c] H20
+cNH3
(3.40)
C6H12O6 +6O2
6 CO2 +6H2O
(3.41)
CnHaOb + [n –a/4 – b/2] H2O
[n12 – a/8 + b/4] CO2 +
[n/2 – a/8 + b/4] CH4
(3.42)
Pada dasarnya, proses oksidasi bahan organik berlangsung lama. Namun,
untuk kepentingan praktis, proses oksidasi dianggap berlangsung lengkap selama
dua puluh hari. Meskipun demikian, penentuan BOD selama dua puluh hari
dianggap terlalu lama. Oleh karena itu, pengukuran nilai BOD didasarkan pada
lima hari inkubasi. Selain memperpendek waktu yang diperlukan, hal ini juga
dimaksudkan untuk meminimalkan pengaruh oksidasi amonia yang juga
menggunakan oksigen. Proses oksidasi amonia (nitrifikasi) berlangsung pada hari
ke 5-10. Selama lima hari masa inkubasi, diperkirakan 70% - 80% bahan organik
telah mengalami oksidasi.
Kelarutan oksigen pada temperatur 200 C adalah sekitar 9 mg/liter. Oleh
karena itu, pada penentuan BOD perairan yang tercemar bahan organik dalam
jumlah besar perlu dilakukan pengenceran. Tanpa pengenceran, dikhawatirkan
ketersediaan oksigen untuk keperluan oksidasi bahan organik selama lima hari
tidak mencukupi. Kadar oksigen mencapai nol sebelum hari kelima. Untuk
83
mengoptimumkan keberadaan oksigen, air sampel perlu diberi pasokan oksigen
dengan menggunakan aerator untuk mendekati nilai jenuh (saturasi), sehingga
pada hari kelima diharapkan tersisa oksigen terlarut sekurang-kurangnya 1 - 2
mg/liter.
Selama proses inkubasi pada penentuan BOD, sama sekali tidak ada
pasokan oksigen, baik dari proses difusi maupun dari fotosintesis karena botol
BOD ditutupi dengan plastik berwarna hitam dan disimpan pada inkubator dengan
suhu konstan 20' C tanpa pemberian cahaya. Adapun contoh perhitungan nilai
BOD pada air sampel yang mendapat perlakuan pengenceran dan aerasi adalah
sebagai berikut.
Soal:
Tentukan nilai BOD dari suatu air limbah yang diencerkan lima kali! Baik
air sampel yang telah diencerkan maupun air pengencer sama-sama diberi
aerasi dan ditentukan nilai DO awal dan DO 5 hari. Nilai oksigen terlarut
(DO) adalah sebagai berikut.
1) DO awal air sampel
= 9,10 mg/liter
2) DO 5 hari air sampel
= 4,30 mg/liter
3) DO awal air pengencer = 9,10 mg/liter
4) DO 5 hari air pengencer = 8,70 mg/liter
Penyelesaian:
1) Konsumsi oksigen dari air sampel yang diencerkan adalah (9,10 – 4,30)
mg/liter, yang merupakan 1/5 dari air limbah sesungguhnya, sedangkan
sisanya (sebanyak 4/5) adalah air pengencer.
2) Konsumsi oksigen dari air pengencer adalah (9,10 - 8,70) rag/
liter.
Pada penentuan nilai BOD, 4/5 bagian dari oksigen yang dikonsumsi oleh
air pengencer harus dikeluarkan sehingga nilai BOD air limbah tersebut adalah
sebagai berikut.
Nilai BOD = [(9,10 - 4,30) - (9,10 - 8,70) 415] x 5
= [4,80 - (0,40 x 4/5 )] x 5
= 4,48 x 5
= 22,40 mg/liter
84
Proses oksidasi bahan organik dilakukan oleh berbagai jenis mikroba
dalam air. Ketersediaan nutrien (nitrogen, fosfor, dan unsur renik atau trace)
sangat diperlukan bagi pertumbuhan mikroba tersebut. Keberadaan bahan-bahan
toksik akan mengganggu kemampuan mikroba dalam mengoksidasi bahan
organik.
Pada perairan yang mengandung bahan-bahan toksik, penentuan nilai
BOD kurang cocok dilaksanakan, karena bahan-bahan toksik terisebut dapat
menghambat atau mematikan mikroba yang menjadi pelaku dekomposisi bahan
organik. Kondisi ini akan mengakibatkan penilaian BOD menjadi underestimate.
Pada perairan yang demikian sebaiknya dilakukan pengukuran COD.
3.
Kebutuhan Oksigen Kimiawi atau Chemical Oxygen Demand (COD)
COD menggambarkan jumlah total oksigen yang dibutuhkan untuk
mengoksidasi bahan organik secara kirpiawi, baik yang dapat didegradasi secara
biologis (biodegradable) maupun yang sukar didegradasi secara biologis (non
biodegradable) menjadi CO2 dan H2O. Pada prosedur penentuan COD, oksigen
yang dikonsumsi setara dengan jumlah dikromat yang diperlukan untuk
mengoksidasi air sampel.
Jika pada perairan terdapat bahan organik yang resisten terhadap degradasi
biologis, misalnya selulosa, tanin, lignin, fenol, polisakarida, benzena, dan
sebagainya, maka lebih cocok dilakukan pengukuran nilai COD dibandingkan
dengan nilai BOD.
Pengukuran COD didasarkan pada kenyataan bahwa hampir semua bahan
organik dapat dioksidasi menjadi karbondioksida dan air dengan bantuan
oksidator kuat (kalium dikroma/K2Cr207) dalam suasana asam. Dengan
menggunakan dikromat sebagai oksidator, diperkirakan sekitar 95% - 100% bahan
organik dapat dioksidasi.
Meskipun demikian, terdapat juga bahan organik yang tidak dapat
dioksidasi dengan metode ini, misalnya piridin dan bahan organik yang bersifat
sangat mudah menguap (volatile). Glukosa dan lignin dapat dioksidasi secara
sempurna. Asam amino dioksidasi menjadi amonia nitrogen. Nitrogen organik
dioksidasi menjadi nitrat.
85
Reaksi yang terlibat dalarn proses penentuan COD ditunjukkan dalam
persamaan reaksi (3.43).
pemanasan
CnHaOb + c Cr2 O72- + 8c H+
n CO 2 + (a + 8c)/2 H 2 0 + 2c Cr3+
di mana c = 2/3 n + a/6 – b/3
(3.43)
Pada penentuan COD, kalium dikromat yang ditambahkan harus melebihi
kebutuhan untuk mengoksidasi bahan organik. Kelebihan oksidator ini dititrasi
kembali untuk mengetahui oksidator yang sesungguhnya terpakai. Asam lemak
(fatty acids) dan hidrokarbon aromatik tidak dapat dioksidasi oleh kalium
dikromat.
Kalium dikromat dapat mengoksidasi bahan organik secara sempurna
apabila berlangsung dalam suasana asam dan suhu tinggi. Oleh karena itu, bahanbahan mudah menguap (volatile) yang terdapat dalam air akan menguap selama
proses oksidasi berlangsung, jika tidak dilakukan pencegahan. Salah satu cara
untuk mencegah terjadinya penguapan bahan-bahan mudah menguap ini adalah
dengan menggunakan kondensor refluks. Pada metode refluks, air sampel dapat
dididihkan tanpa kehilangan bahan-bahan mudah menguap.
Keberadaan bahan organik dapat berasal dari alam ataupun dari aktivitas
rumah tangga dan industri, misalnya pabrik bubur kertas (pulp), pabrik kertas, dan
industri makanan. Perairan yang memiliki nilai COD tinggi tidak diinginkan bagi
kepentingan perikanan dan pertanian. Nilai COD pada perairan yang tidak
tercemar biasanya kurang dari 20 mg/liter, sedangkan pada perairan yang tercemar
dapat lebih dari 200 mg/liter dan pada limbah industri dapat mencapai 60.000
mg/liter.
4. Kandungan Bahan Organik Total atau Total Organic Matter (TOM)
Kalium permanganat (KMnO4) telah lama dipakai sebagai oksidator pada
penentuan konsumsi oksigen untuk mengoksidasi bahan organik, yang dikenal
sebagai parameter nilai permanganat atau sering disebut sebagai kandungan bahan
organik total atau TOM (Total Organic Matter). Akan tetapi, kemampuan
oksidasi oleh permanganat sangat bervariasi, tergantung pada senyawa-senyawa
86
yang terkandung dalam air. Penentuan nilai oksigen yang dikonsumsi dengan
metode permanganat selalu memberikan hasil yang lebih kecil daripada nilai
BOD. Kondisi ini menunjukkan bahwa permanganat tidak cukup mampu
mengoksidasi bahan organik secara sempurna.
Untuk mengatasi kelemahan permanganat ini, digunakan oksidator yang
lain, misalnya kalium dikromat dan kalium iodat. Ternyata kalium dikromat
dianggap sebagai oksidator yang paling baik untuk digunakan pada penentuan
nilai COD, karena dapat mengoksidasi berbagai jenis bahan organik.
Berdasarkan kesempurnaan proses oksidasi bahan organik, pada penentuan
nilai permanganat atau kandungan bahan organik total (TOM), BOD, dan COD,
berturut-turut persentase bahan organik yang dioksidasi adalah 25% , 70%, dan
98%. Berdasarkan kemampuan oksidasi ini, penentuan nilai COD dianggap paling
baik dalam menggambarkan keberadaan bahan organik, baik yang dapat
didekomposisi secara biologis (biogradable) maupun yang sukar didekomposisi
secara biologis (non biodegradable).
3.7. Nitrat dan Nitrit
Karbon, hidrogen dan oksigen penting untuk kehidupan. Unsur-unsur ini
berperan dalam fotosintesis dan respirasi. Dengan unsur-unsur fosfor, nitrogen
dan belerang membentuk protein yang penting untuk pertumbuhan tubuh.
Ditambah dengan logam kalium, kalsium dan magnesium maka semuanya
termasuk unsur-unsur nutrien.
Nitrogen sebagai salah satu nutrien terdapat dalam protein. Protein
merupakan komposisi utama plankton, dasar semua jaringan makanan yang
bertalian dengan air. Dalam plankton terdapat 50% protein atau 7 – 10% nitrogen.
Daur nitrogen sebagai nutrien sangat kompleks. Lacak nitrogen mulai dari
produsen ke konsumen ke pengurai kemudian ke produsen lagi.
Ada tiga tandon (gudang) nitrogen di alam. Pertama ialah udara, kedua
senyawa anorganik (nitrat, nitrit, amoniak), dan ketiga ialah senyawa organik
(protein, urea dan asam urik). Nitrogen terbanyak ada di udara, dimana 78%
volume udara adalah nitrogen. Hanya sedikit organisme yang dapat langsung
87
memanfaatkan nitrogen udara. Tanaman dapat menghisap nitrogen dalam bentuk
nitrat, NO3. Pengubahan dari nitrogen bebas di udara menjadi nitrat dapat
dilakukan secara biologi maupun kimia. Transformasi ini disebut fiksasi
(pengikatan) nitrogen.
Halilintar menyebabkan fiksasi kimia nitrogen. Ledakan petir yang melalui
udara memberikan cukup energi untuk menyatukan nitrogen dan oksigen
membentuk nitrogen dioksida, NO2. Gas ini bereaksi dengan air membentuk asam
nitrat, NO3. Rabuk nitrat dibuat dengan proses yang serupa.
Nitrat dalam tanah dan air terbanyak dibuat oleh mikroorganisme dengan
cara biologis. Bakteria pengikat nitrogen terdapat dalam akar tumbuhan polongan.
Dalam bintil di akar tanaman ini terdapat bakteri yang mampu mengikat nitrogen
udara. Dalam satu tahun setiap hektar dapat mengikat sekitar 600 kg nitrogen.
Dalam air nitrogen diikat juga oleh bakteri dan ganggang.
Dalam bentuk amoniak masih sukar digunakan oleh organisme bakteri
tertentu mengubah amoniak menjadi nitrit, bakteri lain melanjutkan ke nitrat. Ada
juga bakteri dan jamur yang mengubah nitrit kembali ke nitrogen bebas.
Evolution of N2,N2O,
NH3 by microorganisms
Fixation of molecular N2, as
amino nitrogen
NH4+, NO3-, from
decomposition
Hydrosphere dan Geosphere
Dissolved NO3-,NH4+
Organikcally-bound N in dead
Biomass and fossil fuels
Biosphere
Biologically-bound nitrogen
Such as (NH2) nitrogen
In protein
Fertilizer NO3
Mined nitrates
Fertilizers, pollutant
nitrogens compounds
Anthrosphere
NH3,HNO3,NO,NO2
Inorganik nitrates
Organonitrogen Compounds
Dissolved NH4+,NO3-, from percipitation
Emission of
pollutant NO.NO2
Fixation of
N2 as NH3
Atmosphere
N2, some N2O
Traces of NO, NO2, HNO3, NH4NO3
88
Gambar 3.4. Siklus Nitrogen
Ada kemungkinan bahwa air tertentu mengandung ketiga macam tandon
nitrogen, yakni nitrogen bebas, senyawa nitrogen anorganik (nitrat, nitrit, amoniak
dan senyawa amonium) dan nitrogen organik (protein). Kecuali jika jumlahnya
banyak, hal seperti ini tidak perlu dirisaukan. Dari ketiga tandon nitrogen itu, yang
manakah yang dapat dijadikan indikator pencemaran? Bukan nitrogen bebas
karena air selalu berhubungan dengan udara. Sukar pula untuk mengukur nitrogen
dalam protein tanaman atau hewan atau hasil metabolismenya. Jadi indikator
populasi yang mungkin ialah dalam nitrogen anorganik seperti nitrat, nitrit atau
amoniak.
Amoniak merupakan hasil tambahan penguraian (pembusukan) protein
tanaman atau hewan atau dalam kotorannya. Jadi sumber amonia di perairan
adalah pemecahan nitrogen organik (protein dan urea) dan nitrogen anorganik
yang terdapat di dalam tanah dan air, yaaang terdapat dari dekomposisi bahan
organik (tumbuhan dan biota akuatik yang telah mati) oleh mikroba dan jamur.
Proses ini dikenal dengan istilah amonifikasi, ditunjukkan pada persamaan reaksi
berikut :
N Organik + O2
NH3-N + O2
NO2-N + O2
NO3-N
(3.44)
Amonifikasi
Nitrifikasi
Reduksi nitrat (denitrifikasi) oleh aktivitas mikroba pada kondisis anaerob,
yang merupakan proses yang biasa terjadi pada pengolahan limbah, juga
menghasilkan gas amonia dan gas-gas lain, misalnya N2O, NO2, NO, dan N2
(Novotny dan Olem, 1994 dalam Effendi). Boyd (dalam Effendi, 2003)
mengemukakan proses denitrifikasi dalam persamaan berikut.
NH3 (gas)
N2
89
N2O
NO3-
NO2-
Gambar 3.5. Proses Denitrifikasi
Siklus nitrogen menunjukkan peran penting amoniak. Klor yang diberikan
ke air akan membunuh bakteri. Tetapi amoniak juga bereaksi dengan klor
sehingga mengurangi keampuhannya. Jadi jika ada amoniak dalam air, maka
jumlah klor perlu ditambah.
Jika amoniak diubah menjadi nitrat oleh bakteri, maka akan terdapat nitrit
dalam air. Hal ini terjadi jika air tidak mengalir, khususnya di bagian dasar.
Jumlah nitrit tidak akan banyak, apalagi di permukaan. Karena itu populasi
industri akan ditunjukkan jika nitrit cukup banyak jumlahnya. Karena nitrit
digunakan dalam air ketel untuk mencegah korosi, maka buangan air ketel dapat
menimbulkan populasi nitrit.
Nitrat dapat terbentuk karena tiga proses, yakni badai listrik, organisme
pengikat nitrogen dan bakteri yang menggunakan amoniak. Ketiganya tidak
dibantu manusia. Tetapi jika manusia membuang kotoran dalam air, maka proses
ketiga akan meningkat, karena kotoran mangandung banyak aminiak. Karena itu
konsentrasi tinggi amoniak memberi kemungkinan ada populasi rumah tangga.
Karena nitrat terdapat dalam rabuk, konsentrasi nitrat tinggi memungkinkan ada
pengotoran dari lahan pertanian. Kemungkinan lain penyebab nitrat konsentrasi
tinggi ialah pembusukan sisa tanaman dan hewan, pembuangan industri dan
kotoran hewan. Pengotoran 1000 ternak sama dengan kotoran kota berpenduduk
5000 jiwa.
Sumber nitrat sukar dilacak di sungai atau danau, Karena merupakan
nutrien, nitrat mempercepat tumbuh plankton. Nitrat menyebabkan air lekas tua,
menurunkan oksigen terlarut, penurunan populasi ikan, bau busuk, rasa tidak enak
dan kurang sehat untuk rekreasi.
90
Kandungan nitrogen dalam air sebaiknya di bawah 0.30 bpj: danau
demikian masih setimbang. Kandungan di atas jumlah itu menyebabkan ganggang
tumbuh subur.
Amoniak dalam air tidak terlalu berbahaya jika air itu diberi klor. Nitrit
amat beracun dalam air, tetapi tidak dapat lama tahan. Jika kandungan nitrat sudah
mencapai 45 bpj akan berbahaya untuk diminum. Nitrat ini akan berubah menjadi
nitrit dalam perut. Keracunan menimbulkan muka biru dan kematian. Dapat
terjadi di daerah pertanian yang menggunakan pupuk nitrat banyak.
Untuk meneliti kualitas air sungai anda diminta mempelajari Gambar 3.6.
Pertanian
Peternakan
Rawa
Limbah
industri
Kotoran
rumah tangga
Gambar 3.6. Pelacakan Polusi Nitrogen
3.8. Fosfor
Seperti halnya nitrogen, unsur penting lain dalam suatu ekosistem adalah
fosfor. Protein dan zat-zat organik lainnya mengandung atom fosfor. Adenosin
trifosfat misalnya terdapat dalam sel mahkluk hidup dan berperan penting dalam
91
penyediaan energi. Daur fosfor dalam suatu ekosistem air dapat dipelajari dalam
gambar 3.7.
Perjalanan fosfor dalam daurnya mirip dengan daur nitrogen. Dalam
ekosistem air fosfor ada dalam tiga bentuk yakni senyawa fosfor anorganik seperti
ortofosfat, senyawa organik dalam protoplasma dan sebagai senyawa organik
terlarut yang terbentuk karena kotoran atau tubuh organisme yang mengurai.
Air biasanya mengandung fosfat organik terlarut. Fitoplankton dan tanaman
lain akan mengabserbsi fosfat ini dan membentuk senyawa misalnya adenosine
trofosfat, ATP. Herbivora yang memakan tanaman itu akan memperoleh fosfor
itu. Jika tanaman dan hewan itu mati maka bakteri pengurai mengembalikan
fosfor itu ke dalam air sebagai zat organik terlarut. Demikian pula dengan kotoran
sisa metabolisme hidup. Akhirnya bakteri menguraikan senyawa organik itu
menjadi fosfor dan daur kembali dapat berulang.
Soluble inorganis phosphate
As HPO42-, H2PO4-, and
polyphosphate
Assimilation by
organisms
Biodegradation
Precipitation
Fertilizer runoff, wastewater,
detergent waste
Xenobiotic
organophosphates
Biological phosphorous,
predominantly nuleic acids,
ADP,ATP
Dissolution
Insoluble inorganik phosphate, such as
Ca5(OH)(PO4)3 or iron phosphates
Biological, organik and inorganik
phosphate in sediments
Gambar 3.7. Siklus Fosfor
92
Fosfor juga merupakan faktor pembatas. Perbandingan fosfor dengan
unsur lain dalam ekosistem air lebih kecil daripada dalam tubuh organisme hidup.
Diduga bahwa fosfor merupakan nutrien pembatas dalam eutrofikasi; artinya air
dapat mempunyai misalnya konsentrasi nitrat yang tinggi tanpa percepatan
eutrofikasi asalkan konsentrasi fosfat sangat rendah. Ada juga yang berpendapat
bahwa faktor pembatas itu perbandingan fosfor terhadap nitrogen. Fosfor ternyata
merupakan pendorong kegiatan pengikatan nitrogen bagi ganggang biru. Jadi jika
air tidak mengandung senyawa nitrogen, asal ada fosfat dan ganggang biru, maka
senyawa nitrogen akan terbentuk dan eutrofikasi pada suatu saat akan menyusul
pula.
Apa sumber polusi fosfor dan bagaimana mengendalikannya? Jika fosfor
menjadi faktor pembatas, pemasukan fosfor itu harus setimbang. Masalah akan
timbul jika lain mengubah kesetimbangan ini.
Seperti nitrogen, fosfor memasuki air melalui berbagai jalan: kotoran,
limbah, sisa pertanian, kotoran hewan dan sisa tanaman dan hewan yang mati.
Pencegahan
populasi
fosfor
juga
dilakukan
dengan
melarang
deterjen
mengandung fosfat. Demikian pula dengan mewajibkan pengolaahn limbah
industri memberikan air kapur atau aluminium sulfat agar fosfatnya mengendap
dan dibuang.
Sisa pertanian mungkin juga mengandung fosfor tetapi jumlahnya tidak
banyak. Mungkin tanah dapat juga mengikat senyawa fosfat ini sehingga tidak
hanyut banyak. Lain halnya jika terjadi erosi; maka butir tanah dan fosfat akan
hanyut ke sungai.
Ada yang berpendapat bahwa kadar fosfor dalam danau tidak melebihi
0.015 bpj. Jika harga ini dilampaui maka ganggang akan tumbuh subur.
3.9. Faktor Mikrobiologis Lingkungan Perairan
Air tanah mengandung zat-zat anorganik maupun organik dan oleh karena
itu merupakan tempat baik bagi kehidupan mikroorganisme. Mikroorganismemikroorganisme yang autotrof merupakan penghuni pertama di dalam air yang
mengandung zat-zat anorganik. Sel-sel yang mati merupakan bahan organik yang
memungkinkan kehidupan mikroorganisme-mikroorganisme yang heterotrof.
93
Temperatur turut menentukan populasi dalam air. Temperatur sekitar 30oC atau
lebih sedikit baik sekali bagi kehidupan bakteri patogen yang berasal dari hewan
maupun manusia. Sinar matahari, terutama sinar ultra-ungunya, memang dapat
mematikan bakteri, akan tetapi daya tembus sinar ultraungu ke dalam air itu tidak
seberapa.
Air yang mengalir deras dan bergolak karena menerjang batu-batuan
kurang baik bagi kehidupan bakteri. Air sumur (hal ini bergantung pada
lingkungan) pada umumnya lebih bersih daripada air permukaan, karena air yang
merembes ke dalam tanah telah tersaring oleh lapisan tanah yang dilewatinya.
Walaupun demikian pada air yang kita anggap jernih, misal yang berasal dari
sumur biasa, sumur pompa, sumber mata air dan sebagainya, di dalamnya terdiri
dari bakteri yaitu:
-
Kelompok bakteri besi (misal Crenothrix dan Sphaerotilus) yang mampu
mengoksidasi senyawa ferro menjadi ferri. Akibat kehadirannya, air sering
berubah warna kalau disimpan lama yaitu warna kehitam-hitaman, kecoklatcoklatan, dan sebagainya.
-
Kelompok bakteri belerang (antara lain Chromatium dan Thiobacillus) yang
mampu mereduksi senyawa sulfat menjadi H2S. Akibatnya kalau air disimpan
lama akan tercium bau busuk seperti bau telur busuk.
-
Kelompok mikroalga (misal yang termasuk mikroalga hijau, biru), sehingga
kalau air disimpan lama di dalamnya akan nampak jasad-jasad yang berwarna
hijau, biru ataupun kekuning-kuningan, tergantung kepada dominasi jasadjasad tersebut serta lingkungan yang mempengaruhinya.
Lebih jauhnya lagi akibat kehadiran kelompok bakteri dan mikroalga tersebut
di dalam air, dapat mendatangkan kerugian. Antara lain dengan terjadinya
peningkatan turbiditas dan hambatan aliran, karena kelompok bakteri besi dan
belerang dapat membentuk serat atau lendir. Akibat lainnya adalah terjadinya
proses pengkaratan terhadap benda-benda logam yang berada di dalamnya,
menjadi bau, berubah warna, dan sebagainya.
94
Pada air yang kotor atau sudah tercemar, misal air selokan, air sungai atau air
buangan, di dalamnya akan di dapati kelompok bakteri seperti pada air yang
masih jernih, ditambah dengan kelompok lainnya, antara lain :
-
Kelompok patogen (penyebab penyakit) misal penyebab penyakit tifus,
paratifus, kolera, disentri dan sebagainya.
-
Kelompok penghasil racun, misal yang sering terjadi pada kasus keracunan
bahan makanan (daging, ikan, sayuran, dan sebagainya), ataupun jenis-jenis
keracunan lainnya yang sering terjadi di daerah pemukiman yang kurang/tidak
sehat
-
Kelompok bakteri pencemar, misal bakteri golongan Coli, yang kehadirannya
di dalam badan air di kategorikan bahwa air tersebut terkena pencemar fekal
(kotoran manusia dan hewan), karena bakteri Coli berasal dari tinja/kotoran
khususnya manusia.
-
Kelompok bakteri pengguna, yaitu kelompok lain dari bakteri yang mampu
untuk mengurai senyawa-senyawa tertentu di dalam badan air. Dikenal
kemudian adanya kelompok bakteri pengguna residu pestisida, pengguna
residu minyak bumi, pengguna residu diterjen, dan sebagainya.
Persyaratan bakteriologis pada kriteria air minum terus mengalami
perubahan sejalan dengan perkembangan teknologi. Pada beberapa negara juga
memiliki pedoman
atau kriteria yang berbeda-beda. Tetapi sebagian besaar
kriteria memiliki persamaan antara lain adalah dengan pengukuran bakteri koli,
terutama fekal koli (koliform tinja). Parameter Bakteriologis yang ditetapkan
untuk Baku Mutu Air Minum sesuai dengan keputusan Menteri Kesehatan
Republik Indonesia tahun 2002 sesuai tabel berikut.
Tabel 3.8. Baku Mutu Air Minum (Menteri Kesehatan Republik Indonesia, 2002)
Parameter
Satuan
1
2
a. Air Minum
E. Coli atau Fecal Coli
b. Air yang masuk sistem
Jumlah
sampel
per
Kadar maksimum
yang
diperbolehkan
3
100
Ket
4
0
95
distribusi
E. Coli atau Fecal Coli
Total bakteri koliform
c. Air pada sistem distribusi
E. Coli atau Fecal Coli
Total bakteri koliform
Jumlah
sampel
Jumlah
sampel
per
100
per
100
Jumlah
sampel
Jumlah
sampel
per
100
per
100
0
0
0
0
Sebetulnya kedua macam parameter ini hanya berupa indikator bagi berbagai
mikroba yang dapat berupa parasit (protozoa), bakteri patogen dan virus. Jumlah
perkiraan terdekat (JPT) bakteri coliform/100 ml air digunakan sebagai indikator
kelompok bakteriologis. Hal ini tentunya tidak terlalu tepat, tetapi sampai saat ini,
bakteri inilah yang paling ekonomis dapat digunakan untuk kepentingan tersebut.
Suatu bakteri dapat dijadikan indikator bagi kelompok lain yang patogen
didasarkan atas beberapa hal sebagai berikut:
-
ia harus tidak pathogen;
-
ia harus berada di air apabila kuman patogen juga ada atau mungkin sekali
ada, dan dalam jumlah yang jauh lebih besar;
-
jumlah kuman indikator harus dapat dikorelasikan dengan probabilitas adanya
kuman pathogen;
-
mudah dan cepat dapat dikenali dan dengan cara laboratorium yang murah
-
harus dapat dikuantifikasi dalam tes laboratorium;
-
harus tidak berkembang biak apabila kuman patogen tidak berkembang biak;
-
dapat bertahan lebih lama daripada kuman patogen di dalam lingkungan yang
tidak menguntungkan (misalnya di dalam air minum yang dichlorinasi).
Namun demikian didapat beberapa kelemahan pada bakteri coliform yang
mungkin sekali perlu diubah di kemudian hari:
-
Ia tidak sepenuhnya patogen. Beberapa tipe dapat menyebabkan desentri pada
bayi;
96
-
Tidak semua coliform bekerja berasalkan usus manusia, ia dapat juga berasal
dari hewan dan bahkan ada yang hidup bebas, karenanya pada tes lanjutan
yang memeriksa E. Coli yang pasti berasal dri tinja;
-
Tidak sepenuhnya dapat mewakili virus, karena coliform musnah lebih dulu
oleh klor, sedangkan virus tidak. Kista amoeba dan telur cacing juga tahan
lebih lama di dalam saluran air bersih dibanding dengan bakteri coliform;
-
Akhirnya bakteri coliform dapat berkembang biak dalam air sekalipun secara
terbatas.
3.10. Analisis Mikrobiologi
Tes mikrobiologi adalah tes untuk medeteksi adanya sejenis bakteri dan
sekaligus menaksir konsentrasinya. Ada tiga metode yang tersedia yaitu: standard
plate count (SPC), metode dengan tabung fermentasi (most probable number,
MPN) dan metode penyaringan pada membrane. Prinsip tes pertama dan ketiga
adalah sifat bakteri yang berkembang baik dalam waktu 24 sampai 72 jam pada
suhu tertentu (dalam inkubator) dan dalam suasana yang cocok yaitu pada sebuah
media yang terdiri dari agar-agar (bahan yang netral) yang mengandung beberapa
jenis zat kimia yang merupakan gizi bagi jenis bakteri tertentu serta dapat
mengatur nilai pH.
Prinsip tes kedua adalah sama dengan prinsip tes pertama, hanya bakteri
tidak berkembang atas media (agar-agar) namun tersuspensi dalam kaldu (broth
media) yang mengandung gizi untuk pertumbuhannya. Bakteri-bakteri tersebut
dapat dideteksi karena jenis bakteri tersebut mampu meragikan (fermentasi) salah
satu unsure zat gizi seperti laktosa yang akibat proses peragian tersebut
terbentuklah gas. Gelembung-gelembung gas ini menunjukkan adanya bakteri
tersebut.
Beberapa cara mengembangbiakkan bakteri pada media agar-agar adalah
sebagai berikut.
-
dengan kawat platina atau baja anti karat yang ujungnya beberbentuk
lingkaran kecil dapat menangkap air sampel dan dengan cara khusus
digoreskan pada media agar-agar tersebut,
97
-
dengan menuangkan volume tertentu dari suatu sampel di atas media
agar-agar – cara ini dapat dipakai untuk metode SPC,
-
dengan menyaring volume tertentu dari suatu sampel pada filter
membrane (ukuran pori 0,45μm) yang menahan semua bakteri
kemudian filetr membrane tersebut diletakkan di atas agar-agar.
Metode SPC digunakan untuk tes bakteri total, sedangkan metode MPN
maupun penyaringan pada membrane lebih cocok bagi tes coli total, tes E. Coli,
dll. Metode MPN dengan menggunakan tabung fermentasi sebenarnya sudah
dikenal sejak dahulu sedangkan penyaringan pada membrane adalah metode yang
lebih baru. Namun pada banyak sumber literature dan daftar tes buku, metode
MPN tetap dipakai walaupun metode penyaringan pada membrane lebih
dianjurkan dengan alasan:
-
diperlukan hanya satu kali analisa sedangkan tes MPN terdiri dari dua
sampai tiga tahap,
-
waktu inkubasi dua kali lebih pendek dari tes MPN,
-
member hasil analisa berupa angka konsentrasi yang cukup teliti
sedangkan metode MPN hanya member angka konsentrasi yang secara
statistic paling memungkinkan (most probable number).
Jenis bakteri dan metode yang digunakan disajikan pada Tabel 3.9
berikut.
Tabel 3.9. Jenis Bakteri dengan Metode Analisis serta Media, Suhu, dan Waktu
yang Dibutuhkan.
Jenis
Metode
Bakrteri
Bakteri Total Total plate count
E. Coli
Coli Tinja
Penyaringan membrane
Tabung Fermentasi
- tes pendugaan
-
Coli Total
tes penegasan
Penyaringan membrane
Medium
Suhu (oC)
Tripton
Glukosa
Ekstrak Agar
Medium
M-FC
35±0,5
Waktu
(jam)
48±3
44,5±0,2
24±2
35,5±0,5
24±2
44,5±0,2
24±2
35±0,5
24±2
Kaldu
Lauril
Triptosa
Medium EC
Medium
M-Endo
98
Tabung Fermentasi
- tes pendugaan
-
tes penegasan
Kaldu
Lauril
Triptosa
Kaldu
“Brilliant
Green
Lactose
Bile”
35±0,5
24±2
35±0,5
24±2
Latihan
1. Sebutkan pengaruh suhu terhadap kondisi fisik dan kimia badan perairan
2. Jelaskan perbedaan antara kecerahan dan kekeruhan. Uraikan secara singkat
metode penentuan kecerahan dan kekeruhan
3. Sebutkan faktor-faktor penyebab timbulnya warna pada badan perairan
4. Bedakan antara padatan total (TS), padatan Terlarut (TDS) dan padatan
tersuspensi (TSS)
5. Bedakan antara alkalinitas dan asiditas
6. Sebutkan dan jelaskan faktor-faktor yang memepengaruhi keberadaan oksigen
di perairan
7. Tuliskan persamaan-persamaan reaksi yang menunjukkan kesetimbangan
karbondioksida bebas dan terikat dalam peraian
8. Sebutkan jenis dan faktor penyebab kesadahan dan uraikan secara singkat
prinsip penentuan kesadahan
9. Bandingkan kelebihan dan kelemahan pengukuran bahan organik dalam
perairan dengan cara permanganometri (KMnO4), melalui penentuan BOD
dan COD.
10. Tuliskan persamaan-persamaan reaksi yang terlibat dalam pengukuran bahan
organik secara permanganometri, penentuan COD dan BOD.
11. Jelaskan mengapa dalam penentuan BOD waktu inkubasi ditetapkan selama 5
hari
12. Di mulut sungai diperoleh data kandungan nitrogen anorganik sebagai berikut
: nitrat 32.0 bpj; nitrit 2.5 bpj; amoniak 19.5 bpj. Tentukan tempat-tempat
yang cocok untuk menguji kadar nitrogen lebih lanjut. Berapa dugaan anda
kandungannya untuk tiap tempat? Apakah musim akan mempengaruhi hasil
pengujian anda?
99
13. Apa pengaruh peternakan terhadap danau?
14. Bagaimanakah pengaruh kandungan nitrat dan fosfat terhadap proses
eutrofikasi danau atau pendangkalan sungai?
100
DAFTAR PUSTAKA
1. Alaerts G., Sri Sumesti S. 1987, Metode Penelitian Air, Usaha Nasional,
Surabaya.
2. Alley, R.P. 2007. Water Quality Control Handbook. Mc. Graw Hill. WEF
PRESS.
3. Davis, M.L. 2010. Water and Wastewater Engineering. Mc. Graw Hill.
4. Effendi, H. 2003. Telaah Kualitas Air bagi Pengelolaan Sumber Daya dan
Lingkungan Perairan. Kanisius, Yogyakarta.
5. Hadi, A. 2005. Prinsip-prinsip Pengelolaan Pengambilan Sampel
Lingkungan.
6. Hummer and Mark, J. 1997. Water and Wastewater Technology. John
Wiley and Sons. New York.
7. Kristanto, P. 2002. Ekologi Industri. Andi. Yogyakarta.
8. Weiner, E.R. 008. Application of Environmental Aquatic Chemistry. CRC.
Press.
101
LAMPIRAN
102
,
ISBN 978-602-LZL3-26-L